Exercícios sobre a fotossíntese

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1. Assistir o vídeo:

Fotossíntese 1 (Etapa fotoquímica)

2. Responder as questões abaixo:

a. Quais são os pigmentos envolvidos no processo de fotossíntese e onde estão armazenados?
b. Explique o porque da luz vermelha (650  700 nm) é mais eficiente na absorção de luz que a luz azul ( 400 a 500 nm)?
c. Qual a origem do oxigênio liberado para atmosfera no processo de fotossíntese? Quando ocorre a liberação?
d. Qual o objetivo principal da etapa fotoquímica?
e. O que vem a ser rubisco? Qual a sua origem? 
f. A etapa fotoquímica está dividida em duas fases: fotólise da água e fotofosforilação. Quais são os produtos gerados e para que servem?
g. A fotofosforilação pode ser acíclica e cíclica. Quando é determinada a ocorrência de cada uma? Explique.
h. Descreva o ciclo de Calvin e os produtos de cada fase.
i. O que vem a ser síndrome ou coroa de Kranz? Explique.

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Respiração e a respiração em órgãos vegetais

A FOTOSSÍNTESE fornece as unidades orgânicas básicas das quais dependem as plantas (carboidratos e O2). Com seu metabolismo de carbono associado, a respiração libera a energia armazenada nos compostos carbonados para uso celular.

Conceito: processo pelo qual a energia química dos carboidratos é transferida para o ATP, a molécula carreadora de energia, para ser usada na manutenção e no desenvolvimento das plantas. A Respiração aeróbica é comum a quase todos os organismos eucarióticos.

Os Substratos da respiração são: sacarose, hexoses-P e trioses-P, provenientes da degradação do amido e da fotossíntese, polímeros contendo frutose, lipídios (principalmente triacilgliceróis), ácidos orgânicos e, ocasionalmente, proteínas.

A Equação geral da respiração é: C12H22O11 + 12O2 12CO2 + 11H2O + energia (ATP) é o processo inverso à fotossíntese!

É uma reação redox acoplada: a sacarose (que é o substrato) é oxidada a CO2, o O2 é o aceptor final de elétrons e é reduzido a H2O.

A respiração libera energia livre, para impedir dano às estruturas celulares, a célula mobiliza grande quantidade da energia livre liberada em uma série de reações. São 4 processos principais: GLICÓLISE, CICLO DO ÁCIDO CÍTRICO (Ciclo de Krebs ou Ciclo dos Ácidos Tricarboxílicos), REAÇÕES DA ROTA DAS PENTOSES-P e FOSFORILAÇÃO OXIDATIVA (cadeia respiratória, cadeia de transporte de elétrons). Essa é a Respiração Aeróbica, na presença de oxigênio. Resumo das etapas:

1. Glicólise: o açúcar (por exemplo, a sacarose) é parcialmente oxidado, forma hexose-P, daí triose-

P e ácidos orgânicos (o piruvato). Essa etapa rende pequena quantidade de energia como ATP e poder redutor sob a forma de NADH (nucleotídeo piridina reduzido). Ocorre no citosol ou nos plastídios.

2. Ciclo do ácido cítrico: o piruvato é oxidado a CO2. A etapa gera grande quantidade de poder redutor, na forma de NADH e FADH2. Ocorre nas mitocôndrias.

3. Rota das pentoses-P: a glicose-6-P é oxidada a pentose (ribulose-5-P) e CO2, o poder redutor é conservado na forma de duas moléculas de NADPH. Ocorre no citosol ou nos plastídios.

4. Fosforilação oxidativa: os elétrons são transferidos ao longo de uma cadeia de transporte de elétrons, por um conjunto de proteínas de transporte de elétrons, ligadas à membrana mitocondrial interna. Transfere elétrons do NADH (e compostos relacionados, produzidos durante a glicólise, a rota das pentoses-P e o ciclo de Krebs) para o oxigênio, libera grande quantidade de energia livre, muita energia é conservada na síntese de ATP a partir de uma ATP sintase, há completa oxidação da sacarose. Ocorre nas mitocôndrias.

Porém, nem todo o carbono que entra na rota respiratória termina como CO2, muitos intermediários da respiração são o ponto de partida para outras rotas metabólicas.

AS ETAPAS DA RESPIRAÇÃO:

1. GLICÓLISE:

Processo gradativo de degradação de um carboidrato. O carboidrato é convertido a hexoses-P (glucose e frutose) e estes a 2 trioses-P. Posteriormente, estas serão oxidadas e rearranjadas, é a fase conservadora de energia. Produz 2 ácidos orgânicos, ou seja, normalmente 2 piruvatos/glucose. O processo prepara o substrato para ser oxidado no ciclo do ácido cítrico e produz pequena quantidade de energia química (ATP e NADH).

Ocorre em todos os organismos vivos. Na maioria das plantas, a sacarose é o principal açúcar transportado. Nos animais, o substrato é a glicose.

Além do piruvato, que predomina, o malato também é produto final da glicólise vegetal. Nos animais só piruvato é produzido.

O que é a GLUCONEOGÊNESE? Os organismos podem operar a rota glicolítica na direção inversa, sintetizando açúcares a partir de ácidos orgânicos. Não é comum em plantas, mas ocorre em sementes de algumas espécies, como mamona, girassol. Estas plantas armazenam grande quantidade de suas reservas de carbono na forma de óleos, quando a semente germina, por gliconeogênese, a maior parte do óleo é convertida a sacarose, usada para sustentar o crescimento da plântula. A glicólise não usa O2. Mas, se não tiver oxigênio molecular (por exemplo, em raízes de solos alagados), as demais etapas, ou seja, O CICLO DO ÁCIDO CÍTRICO E A FOSFORILAÇÃO OXIDATIVA, não podem funcionar. Para prosseguir na metabolização do piruvato, ocorrem as rotas fermentativas, ou seja, a respiração anaeróbica:

A fermentação alcoólica é comum em plantas e leveduras. O que ocorre? O piruvato sofre a ação da piruvato descarboxilase, libera CO2 e forma acetaldeído, este sofre a ação de uma enzima álcool desidrogenase formando etanol e liberando NAD+.

A fermentação lática é comum nos músculos dos mamíferos, mas também é encontrada nas plantas (fungos, algas) e bactérias. Como ocorre? O piruvato sofre a ação de uma lactato desidrogenase, libera NAD+ e lactato.

A disponibilidade de O2 é que determina a Rota, ou Fermentação ou Ciclo de Krebs.

A rota glicolítica não é a única que pode oxidar açúcares nas células vegetais, há também a rota oxidativa das pentoses-P. Mas a glicólise predomina.

Funções da glicólise:

- Converter 1 molécula de hexose em 2 de ácido pirúvico, havendo oxidação parcial da hexose.

- Produzir ATP.

- Formar moléculas que podem ser removidas da rota para sintetizar outros constituintes que a planta precisa.

- O piruvato pode ser oxidado na mitocôndria para produzir grandes quantidades de ATP.

DAS PENTOSES-P:

Predomina a rota nos plastídios e não no citosol.

O resultado líquido da rota é a completa oxidação da glicose a CO2 e a síntese de 12 moléculas de NADPH.

Importância:

- produz NADPH.

- elétrons do NADPH podem reduzir O2 e gerar ATP.

- produz ribose-5-P, que é precursora da ribose e da desoxirribose, necessárias à síntese de RNA e DNA.

- produz eritrose-4-P, que pode se combinar com o fosfoenolpiruvato e produzir compostos fenólicos vegetais, precursores da lignina, antocianinas.

- gera intermediários do Ciclo de Calvin, antes dos tecidos se tornarem fotoautotróficos.

2. CICLO DO ÁCIDO CÍTRICO (CICLO DE KREBS):

Ocorre nas mitocôndrias.

Na glicólise, a degradação da sacarose a piruvato libera menos de 25% da energia total da sacarose, o restante fica armazenado nas moléculas de piruvato formadas.

O piruvato, proveniente da glicólise, entra na mitocôndria e é oxidado pelo ciclo do ácido cítrico. Antes de entrar no ciclo, o piruvato, na matriz mitocondrial, é descarboxilado pela piruvato desidrogenase e forma acetil-CoA.

Funções:

- Redução de NAD+ e do FAD, formando NADH e FADH2, que depois serão oxidados para produzir ATP.

- Síntese direta de ATP (1 para cada piruvado oxidado).

- Formação de esqueletos de carbono que podem ser usados para sintetizar alguns aminoácidos que são convertidos em grandes moléculas.

4. TRANSPORTE DE ELÉTRONS E SÍNTESE DE ATP:

O ATP é o carregador de energia usado pelas células para governar processos metabólicos. A energia química conservada durante o Ciclo do Ácido Cítrico e a Glicólise sob as formas de NADH e FADH2 tem que ser convertida a ATP para realizar trabalho útil dentro da célula. Este processo é um processo dependente de O2, a chamada fosforilação oxidativa e ocorre na membrana mitocondrial interna. É a principal fonte de ATP das células.

A enzima que usa energia do gradiente de prótons para sintetizar ATP é chamada ATP-sintase.

Produção até aqui:

Na Glicólise a partir de 1 sacarose produz 4NADH e no Ciclo do ácido cítrico produz 16 NADH e 4 FADH2;

Estes compostos reduzidos precisam ser reoxidados ou o processo respiratório pára!

A Cadeia de transporte de elétrons catalisa o fluxo de elétrons do NADH (ou FADH2) ao O2 (que é o

aceptor final de elétrons no processo respiratório). Há oxidação do NADH (FADH2) e parte da energia desprendida é usada para gerar um gradiente eletroquímico de prótons através da membrana mitocondrial interna.

As proteínas individuais de transporte de elétrons são organizadas em 4 complexos multiproteicos, na membrana mitocondrial interna:

Complexo I (NADH desidrogenase) oxida elétrons do NADH (FADH2) produzidos no ciclo do ácido cítrico e glicólise, transfere os elétrons à ubiquinona (carregador de elétrons e prótons). Quatro prótons são bombeados da matriz para o espaço intermembrana, para cada par de elétrons que passa pelo complexo.

Complexo II (succinato desidrogenase) oxida succinato a fumarato.

Complexo III (complexo de citocromos bc1) oxida a ubiquinona reduzida e transfere elétrons. Bombeia 4 prótons/par de elétrons.

Complexo IV (citocromo c oxidase) é a oxidase terminal e faz redução com 4 elétrons do O2 a 2 moléculas de H2O. Dois prótons são bombeados/par de elétrons.

A Síntese de ATP é acoplada ao transporte de elétrons a transferência de elétrons para o oxigênio pelos complexos I a IV é acoplada à síntese de ATP, a partir de ADP + Pi, via ATP sintase, no complexo V.

Complexo V, o número de ATPs sintetizado depende da natureza do doador de elétrons. O ATP é sintetizado na mitocôndria, mas a maioria é usada fora da organela, assim, é necessário um mecanismo eficiente para mover ADP para dentro e ATP para fora da organela.

FATORES QUE AFETAM A RESPIRAÇÃO DA PLANTA INTEIRA:

Processo independente da luz, realizado pela planta inteira, ou seja, por todos os tecidos vegetais. Quanto maior a atividade metabólica do tecido, maior a taxa respiratória.

O que afeta a respiração? Espécie e hábito de crescimento, tipo e idade do órgão. Além de variáveis ambientais: concentração externa de oxigênio, temperatura, nutrição e água.

Disponibilidade de substrato carboidratos, lipídios e proteínas. Qualquer fator que cause a diminuição da quantidade dos substratos e sua produção, diminui as taxas respiratórias do órgão ou da planta inteira. Ex.

Plantas que ficam muito tempo no escuro há diminuição do fornecimento de substrato.

Plantas que apresentam baixas taxas de amido, açúcar têm diminuída a respiração.

Folhas de sombra ou as inferiores têm respiração mais lenta que as de sol.

Oxigênio é o aceptor final de elétrons. Sua concentração atmosférica é estável, não causa variações na taxa respiratória, as variações observadas são devidas à disponibilidade de O2 para as células. Quando o teor é baixo (< 3%), há grande liberação de CO2 e ocorre fermentação.

A parte aérea e as raízes devem ter espaços intercelulares que não limitem a difusão de CO2, O2, H2O. Isso pode ser crítico nas raízes.

Temperatura o aumento da temperatura, de 0-30ºC, aumenta as taxas respiratórias. A cada aumento em 10ºC (numa faixa entre 5-25ºC), dobra a taxa respiratória porque há aumento da atividade enzimática.

Temperaturas menores que 5ºC, diminuem as taxas respiratórias. Entre 50 e 60ºC, há inativação, desnaturação de enzimas respiratórias e danos às membranas. Concentração de CO2 entre 3-5% limita a taxa respiratória. Na atmosfera tem cerca de 0,036%, assim, não há problemas.

Ferimentos e lesões dano mecânico ou ataque de microorganismos, aumentam a taxa de respiração, porque há atividade do meristema de cicatrização ou produção de substâncias de defesa da planta, o tecido lesado vai ter que produzir substâncias do metabolismo secundário, relacionadas à defesa, e também sintetizar macromoléculas relacionadas à construção dos novos tecidos durante a cicatrização.

RESPIRAÇÃO NOS ÓRGÃOS:

• Raízes altas taxas respiratórias devido à grande demanda energética na absorção de nutrientes. Raízes jovens e com crescimento primário respiram mais.
• Caules apresentam respiração menos intensa.
• Folhas: respiram intensamente.
• Frutos no início de formação têm grande divisão e alongamento celular, apresentando muita respiração. Com a senescência diminuem as taxas respiratórias, a exceção são os frutos climatéricos.
• Sementes no início da germinação, durante a embebição, aumentam as taxas.
• Flores a floração tem grande demanda energética.

Referências
FERREIRA, L. G. R. Fisiologia Vegetal: Relações Hídricas. 1st ed. Fortaleza: Edições UFC, 1992, 138p.
MARSCHNER, H. Mineral Nutrition of Higher Plants. 2nd ed. London: Academic Press, 1995, 889p.
HOPKINS, W. G. Introduction to Plant Physiology. 2nd ed. New York: John Wiley & Sons, Inc., 2000, 512p.
PRISCO, J. T. Fotossíntese e Fotorespiração. Fortaleza, CE, 1989, 20p (mimeog.)
SALISBURY, F. B., ROSS, C. W. Plant Physiology. 4th ed. California: Wadsworth Publishing Company, Inc., 1991, 682p.
TAIZ, L., ZEIGER, E. Fisiologia Vegetal. 3ª edição. Editota Artmed, 2004, 719p.

Ácido abscísico: um sinal para a maturação de sementes e antiestresse.

Descoberta

Por muitos anos, fisiologistas de plantas suspeitaram que o fenômeno de dormência de semente e de gemas era regulado por um composto inibidor de crescimento, e eles tentaram extrair e isolar tal composto. 

Os experimentos realizados levaram à identificação de um grupo de compostos inibidores que diferiam quimicamente das auxinas. Posteriormente, uma substância que promovia a abscisão de frutos de algodão foi purificada e cristalizada, tendo recebido o nome de Abscisina II. Ao mesmo tempo, uma sustância que promovia dormência de gemas foi purificada e ficou conhecida como Dormina. 

Quando esta última substância foi quimicamente identificada, observou-se que ela era idêntica à Abscisina II. 

A partir de então o composto foi renomeado como ácido abscísico (ABA), devido ao seu suposto envolvimento no processo de abscisão. 

Atualmente, sabe-se que o etileno é o hormônio que promove a abscisão e que a abscisão de frutos de algodão induzida por ABA era devida a sua capacidade para estimular a síntese de etileno. Apesar disso, o ABA é reconhecido com um importante hormônio vegetal. Ele age como regulador negativo do crescimento da parte aérea e do movimento estomático, particularmente quando a planta está submetida a estresse ambiental. 

Outra importante função do ABA é observada na regulação da dormência de sementes. 

Neste aspecto, dormina poderia ter sido um nome mais apropriado para este hormônio. Porém, o nome ácido abscísico (ABA) é ampla e firmemente colocado na literatura. 

Ocorrência, Metabolismo e Transporte

O ABA tem sido detectado amplamente nas plantas vasculares e em musgos (menos em hepáticas). Dentro da planta, o ABA tem sido detectado em todos os órgãos e tecidos vivos, desde a coifa da raiz até a gema apical da parte aérea. Ele é sintetizado em quase todas as células que possuem cloroplastos ou amiloplastos. O ABA pode ser encontrado na forma livre ou conjugado com monossacarídeos. Essa forma conjugada se acumula principalmente nos vacúolos. O ABA na forma livre é encontrado no citosol, podendo uma parte ficar localizada nos plastídios. A estrutura química do ABA assemelha-se à porção terminal de algumas moléculas de carotenóides. 

Ocorrência, Metabolismo e Transporte 

O metabolismo do ABA é particularmente interessante por que seus níveis são alterados de forma abrupta em determinados tecidos, durante o desenvolvimento ou em resposta às mudanças nas condições ambientais. 

Em sementes em desenvolvimento, por exemplo, os níveis de ABA podem aumentar cerca de 100 vezes em poucos minutos e, depois declinam para níveis baixos quando a maturação ocorre.

Já em plantas submetidas a estresse hídrico, os níveis de ABA nas folhas podem aumentar cerca de 50 vezes após 4 a 8 horas de estresse. Após 4 a 8 horas do retorno da irrigação se observa um declínio nos níveis de ABA para valores iniciais. 

A biossíntese não é o único fator que regula a concentração de ABA no tecido. Como ocorre com outros hormônios, a concentração de ABA livre no citosol é também regulada pela degradação, transporte e compartimentalização. 

Por exemplo, o aumento na concentração de ABA nas células-guarda durante o estresse hídrico ocorre como resultado da síntese na folha, redistribuição dentro do mesofilo e importação do ABA produzido nas raízes. Já o declínio nos níveis de ABA após a re-irrigação é conseqüência da degradação e do transporte para outras partes da planta, bem como de um decréscimo na taxa de síntese. A principal causa de inativação de ABA livre é a oxidação, produzindo um intermediário instável (6-hidroximetil-ABA), o qual é rapidamente convertido para ácido faséico (PA) e ácido dihidrofaséico (DPA). O ácido faséico é usualmente inativo. No entanto, ele pode induzir fechamento estomático em algumas espécies e atua na inibição da produção da enzima α-amilase (induzida por giberelinas) na camada de aleurona de sementes de cereais, durante a germinação. O ABA livre pode também ser inativado pela conjugação covalente com outras moléculas, principalmente monossacarídeos. 

A conjugação inativa o ABA como hormônio e altera sua polaridade e distribuição na célula. Um exemplo comum de conjugado é o do Éster ABA-β-D-glicosil (ABA-GE). O ABA na forma livre é encontrado principalmente no citosol, enquanto o ABA-GE se acumula no vacúolo, podendo servir como uma forma de estoque de ABA. 

O transporte de ABA pode ocorrer tanto via xilema como via floema, porém, ele é normalmente mais abundante no floema. Quando ABA marcado radioativamente é aplicado em folhas, ele é transportado para caules e raízes via floema. 

Já o ABA produzido nas raízes parece ser transportado principalmente via xilema. Isto ocorre quando as plantas são submetidas a estresse hídrico. 

Acredita-se que as raízes percebem a falta de água e sintetizam o ABA que é transportado para as folhas. É provável que o ABA funcione como um sinal enviado pelas raízes, que reduz a taxa de transpiração (perda de água) promovendo o fechamento estomático. O interessante é que, embora a concentração de apenas 3 µM de ABA no apoplasto das folhas seja suficiente para fechar o estômato, nem todo o ABA no xilema realmente alcança as células-guarda. Boa parte do ABA do xilema é absorvido e metabolisado nas células do mesofilo. No entanto, durante o estágio inicial de estresse hídrico, o pH da seiva do xilema aumenta de 6,3 para 7,2. Essa alcalinização do apoplasto favorece a formação do ABA dissociado (representado como ABA-COO- ou ABA- ), o qual não atravessa facilmente a membrana celular. Com isso, menos ABA penetra nas células do mesofilo e, consequentemente, mais ABA alcança as células-guardas. Assim, o aumento no pH do apoplasto funciona como um sinal que provoca a redistribuição do ABA nas folhas, favorecendo o acúmulo desse hormônio nas células-guarda e, consequentemente, o fechamento estomático.

Papel Fisiológico

O ABA atua como regulador primário na iniciação e na manutenção da dormência de sementes e de gemas e nas respostas de plantas ao estresse, particularmente estresse hídrico (estresse por frio e salinidade também provocam aumento nos níveis de ABA). Em adição, o ABA influencia muitos aspectos do desenvolvimento da planta atuando como antagonista, de auxinas, citocininas e giberelinas. 

a) Desenvolvimento de sementes

O desenvolvimento da semente pode ser dividido em três fases de aproximadamente igual duração. Durante a primeira fase, a qual é caracterizada pelas divisões celulares, o zigoto sofre embriogênese e o tecido do endosperma prolifera (no caso de sementes endospérmicas). A segunda fase começa com a cessação da divisão celular e termina com a desidratação e o final do desenvolvimento. Durante a segunda fase, ocorre o acúmulo de compostos de estoque, o embrião torna-se tolerante à desidratação e a semente se desidrata, perdendo acima de 90% do seu conteúdo de água. Tipicamente, o conteúdo de ABA é muito baixo no início da embriogênese, alcança um valor máximo num ponto intermediário e, então, decresce gradualmente, ficando o conteúdo de ABA muito baixo quando a semente alcança a maturidade. Coincidente com o período em que os níveis endógenos de ABA são altos, observa-se o acúmulo de mRNAs específicos no embrião, que codificam as proteínas LEA (late embryogenesis abundant – proteínas abundantes no final da embriogênese), as quais parecem estar envolvidas na tolerância do embrião à dessecação. Assim, a síntese das proteínas LEA está sob o controle do ABA, indicando que ele promove a tolerância dos embriões à dessecação. 

Além disso, o ABA parece ser requerido para a expressão de genes que codificam proteínas de estoque durante a embriogênese. 

b) Dormência de sementes

Durante a maturação da semente, o embrião entra em uma fase quiescente (latência) em resposta à dessecação. 

A germinação pode ser definida como o retorno do crescimento do embrião da semente madura. Ela depende das mesmas condições ambientais necessárias para o crescimento vegetativo da planta. Água e oxigênio devem estar disponíveis e a temperatura e demais condições ambientais devem ser adequadas. No entanto, em muitos casos uma semente viável poderá não germinar, mesmo que todas as condições ambientais necessárias para o crescimento sejam adequadas. 

Este fenômeno é denominado dormência de sementes. Existem dois tipos de dormência de sementes: 

• A dormência imposta pela casca ou outros tecidos que circundam o embrião; 

1. A dormência inerente ao embrião. A dormência imposta pela casca (tegumento) ou por outros tecidos, pode ocorrer por alguns mecanismos:  

• Impedimento da absorção de água;  
• Dureza mecânica;  
• Interferência nas trocas gasosas;  
• Retenção de inibidores; 
• Produção de inibidores – Alguns tegumentos de sementes podem conter concentrações relativamente altas de inibidores de crescimento (como o ABA), os quais podem suprimir a germinação do embrião. 

2. O segundo tipo de dormência de sementes é a dormência do embrião, ou seja, ela é inerente ao embrião e não é devida a alguma influência do tegumento ou de outro tecido da semente. Este tipo de dormência é devido, provavelmente, à presença de inibidores, especialmente o ABA, bem como da ausência de promotores, tal como as giberelinas. A perda da dormência é freqüentemente associada com uma nítida queda na relação ABA/GAs. 

O ABA parece inibir a síntese de enzimas hidrolíticas dependentes de GAs, como por exemplo, a enzima α-amilase. 

c) Fechamento estomático

A elucidação dos papéis do ABA nos estresses por frio, salinidade e hídrico, levaram à caracterização do ABA como o hormônio do estresse. Como já comentamos anteriormente, a concentração de ABA nas folhas pode aumentar cerca de 50 vezes em plantas submetidas a estresse hídrico. O ABA é muito efetivo no fechamento estomático e sua acumulação nas folhas de plantas estressadas executa um importante papel na redução das perdas de água pela transpiração, sob condições de seca. 

Por outro lado, alguns estudos têm mostrado decréscimo na abertura estomatal antes que ocorra um aumento no conteúdo total de ABA na folha. Esta aparente inconsistência é explicada por estudos que mostram que a resposta inicial do fechamento estomático é causada pela redistribuição de ABA dentro da folha. 

d) Condutividade hidráulica e fluxo de íons

A aplicação de ABA a tecidos radiculares estimula os fluxos de água e de íons, sugerindo que o ABA regula a turgescência das células da folha não somente pelo decréscimo na transpiração (promovendo o fechamento do estômato), mas, também, favorecendo o influxo de água nas raízes. O ABA parece aumentar o fluxo de água, aumentando a condutividade hidráulica das células das raízes. 

e) Crescimento da raiz e da parte aérea

O ABA tem diferentes efeitos sobre o crescimento da raiz e da parte aérea, e os efeitos dependem fortemente do “status” hídrico da planta. Sob condições de baixo potencial hídrico (estresse hídrico), quando os níveis de ABA são altos, o hormônio endógeno exerce um efeito positivo sobre o crescimento da raiz e inibe o crescimento da parte aérea. O resultado é que plantas estressadas apresentam um aumento na relação raiz/parte aérea. 

f) Senescência de folhas (ver também citocininas e etileno) 

O ABA está claramente envolvido na senescência de folhas, e acreditava-se que esta promoção da senescência poderia estar relacionada com o estímulo na produção de etileno. No entanto, experimentos com mutantes de Arabidopsis indicaram que o efeito do ABA sobre a senescência de folhas não é mediado pelo etileno. Aparentemente, o ABA é o agente iniciante da senescência, enquanto o etileno parece exercer seus efeitos em estágio posterior. 

g) Dormência de gemas

A remoção do ápice da parte aérea provoca a redução nos níveis de ABA nas gemas laterais e isto provoca o crescimento dessa gemas. Altos níveis de AIA (auxina) no ápice da parte aérea podem manter altos níveis de ABA na gema lateral, causando inibição do seu crescimento. 

Mecanismo de Ação 

O ABA está envolvido em processos de desenvolvimento de respostas lentas (ex: maturação de sementes) bem como efeitos fisiológicos de respostas rápidas (ex: fechamento estomático). Os processos de respostas lentas inevitavelmente envolvem mudanças no padrão da expressão gênica. O ABA atua induzindo os genes do tipo ABRE (elementos de resposta ao ácido abscísico) e reprimindo os genes do tipo GARE (elementos de resposta às giberelinas) Enquanto as respostas fisiológicas rápidas envolvem, freqüentemente, alterações no fluxo de íons através das membranas da célula. 

As vias de transdução de sinal, as quais amplificam o sinal primário gerado quando o hormônio se liga ao receptor, são requeridas em todas as respostas relacionadas com o ABA, tanto as lentas como as rápidas. 

Embora o ABA possa interagir diretamente com fosfolipídios de membrana, é amplamente aceito que o receptor de ABA é uma proteína. 

No entanto, até o momento a proteína receptora do ABA não foi identificada. 

Alguns experimentos têm sido realizados para determinar se o hormônio deve entrar na célula para ser efetivo ou se ele pode agir externamente ligando-se ao receptor na superfície externa da célula (plasmalema). Alguns resultados indicam que o receptor se encontra na superfície externa da célula, mais ainda existem controvérsias. O efeito mais bem conhecido do ABA é a promoção do fechamento estomático. Em geral, a resposta das células-guarda ao ABA parece ser regulada por mais de uma via de transdução de sinal. Uma vez ligado ao receptor, o complexo ABA/receptor aciona três sinais distintos: aumento na concentração de Ca2+ citosólico, aumento na concentração de Inositol 1,4,5-trifosfato (IP3) e variação do pH do citosol. 

Observe a seguinte seqüência: 

O complexo do ABA/receptor (1) ativa canais de Ca2+ na membrana celular (2), favorecendo a absorção de cálcio pelas células-guardas; O complexo do ABA/receptor ativa canais de efluxo de cloreto (3), promovendo sua saída das células-guardas; O complexo do ABA/receptor também ativa uma proteína G, a qual provoca um aumento nos níveis de IP3 (4). O aumento nos níveis de IP3 provoca a liberação do Ca2+ do vacúolo (5), mediante à ativação de canais de cálcio no tonoplasto (membrana do vacúolo); Assim, o aumento na concentração de Ca2+ citosólico deve-se à absorção via canais ativados por ABA (na membrana plasmática) e da liberação de Ca2+ dos compartimentos internos (vacúolos, RE e mitocôndrias); O aumento na concentração de Ca2+ citosólico estimula a abertura de canais de efluxo de ânions (Cl- ) e inibe a abertura de canais de influxo de K+ (6); O complexo do ABA/receptor também provoca o aumento no pH citosólico (7), o qual ativa os canais de efluxo de K+ (8), que promovem a saída de K+ das células-guardas para as células epidérmicas adjacentes e inibem a atividade ATPásica da menbrana plamática; O íon K+ também deixa a célula em resposta à despolarização da membrana causada pelo efluxo de Cl- ; A saída dos íons leva a um aumento no Ψs e, consequentemente, no Ψw das célulasguardas. Com isso, a célula-guarda perde água para a sua vizinhança e, consequentemente, ocorre diminuição da sua turgescência e, finalmente, o estômato fecha. 

Referências:

FERRI, M.G. Fisiologia Vegetal. Volume II. São Paulo: EDUSP, 1979.
RAVEN, P.H.; EVERT, R.F.; EICHHORN, S.E. Biologia Vegetal. Rio de Janeiro: Guanabara-Koogan, 6º ed. 2001.
TAIZ, L; ZEIGER, E. Fisiologia Vegetal. 3º edição. Artmed, 2003.

http://www.fisiologiavegetal.ufc.br/APOSTILA/REGULADORES.pdf

Etileno: o hormônio gasoso.

A Descoberta

Durante o século XIX, quando um gás, produzido pelo carvão era utilizado na iluminação de ruas, observou-se que árvores nas vizinhanças das lâmpadas desfolhavam-se mais extensivamente do que as que se encontravam mais distantes. 

Tornou-se aparente que o gás e poluentes do ar danificavam o tecido vegetal e, em 1901, o etileno foi identificado como o componente ativo do gás que provocava tal efeito. 

Posteriormente, observou-se que plântulas de ervilha crescendo no escuro, no laboratório, mostrava reduzido alongamento do caule, aumento no crescimento lateral e um anormal crescimento horizontal, o que ficou conhecido como “tripla resposta”. Quando o ar do laboratório era purificado, as plantas voltavam a crescer em taxas normais. 

O etileno, o qual estava presente no ar contaminado do laboratório, foi identificado como a molécula causadora da resposta. A primeira indicação que o etileno era um produto natural de tecidos vegetais foi reportada por H. H. Cousins, em 1910. 

Ele mostrou que emanações de laranjas estocadas em uma câmara provocavam o amadurecimento prematuro de bananas. No entanto, visto que nós sabemos agora que frutos de laranja sintetizam relativamente pouco etileno, comparado com outros frutos (maçã, por exemplo), é provável que as laranjas utilizadas por Cousins estivessem contaminadas com o fungo Penicillium, o qual produz copiosos montantes de etileno. Em 1934, R. Gane e colaboradores identificaram quimicamente o etileno como um produto natural do metabolismo da planta e, devido aos seus efeitos sobre as plantas, ele foi classificado como um hormônio. 

Apesar da sua descoberta, a maioria dos fisiologistas não reconheceu o etileno como um hormônio vegetal, principalmente por que se acreditava que os efeitos do etileno poderiam ser mediados pela auxina. 

Assim, acreditava-se que a auxina era o principal hormônio de plantas e que o etileno tinha somente um insignificante e indireto papel fisiológico. 

Trabalhos com etileno eram, também, difíceis de serem feitos pela falta de técnicas para sua quantificação. 

No entanto, em 1959, quando a cromatografia gasosa foi introduzida nas pesquisas, o etileno foi re-descoberto como hormônio e a sua importância no desenvolvimento da planta foi reconhecida. 

Ocorrência, Metabolismo e Transporte

O etileno é uma molécula simples que é mais leve do que o ar sob condições fisiológicas. Ele é inflamável e pode ser facilmente oxidado. O etileno pode ser oxidado para óxido de etileno e este pode ser hidrolisado para etileno glicol. Em muitos tecidos de plantas, o etileno pode ser completamente oxidado até CO2.

O etileno é liberado facilmente do tecido que o produz, difundindo-se na fase gasosa, através dos espaços intercelulares, podendo ser perdido para a atmosfera externa ou atingir outros órgãos da planta. Em função dessa rápida difusão, sistemas que absorvem o etileno são usados durante o estoque de frutos e flores. 

Por exemplo, o permanganato de potássio (KMnO4) é um forte adsorvente de etileno que pode reduzir a concentração desse gás em áreas de estoque de maçã, aumentando o tempo de armazenamento dos frutos. 

O etileno pode ser produzido por quase todas as partes das plantas superiores, embora a taxa de produção dependa do tipo de tecido e do estádio de desenvolvimento. Em geral, regiões meristemáticas e regiões nodais são mais ativas na sua biossíntese. 

Embora, a produção de etileno também aumente durante a abscisão foliar e a senescência de flores, bem como durante o amadurecimento de frutos. Além disso, escuro, danos mecânicos (ferimentos), algumas doenças e estresses fisiológicos (congelamento, altas temperaturas e estresse hídrico) podem induzir a biossíntese de etileno. 

Nos estudos sobre a biossíntese de etileno, M. Lieberman e colaboradores mostraram que vários tecidos de plantas podiam converter [14C]-Metionina para [14C]-Etileno e que o etileno era derivado dos carbonos 3 e 4 da metionina. 

Outros resultados experimentais mostraram que o grupo CH3-S da metionina (o que restava da molécula de metionina) era reciclado no tecido. Sem essa reciclagem, o montante de enxofre reduzido presente na célula poderia se tornar limitante, influenciando o nível de metionina disponível para a biossíntese de etileno. 

Subsequentemente, outros trabalhos mostraram que o composto S-Adenosilmetionina (AdoMet), sintetizado a partir de metionina e ATP, era um intermediário na via biossintética do etileno. 

Quatorze anos após a metionina ter sido descoberta como precursor do etileno nas plantas, a etapa final da via foi descoberta. 

O precursor imediato do etileno foi identificado como ácido 1-aminociclopropano carboxílico (ACC). O papel do ACC ficou evidente em outros experimentos, nos quais as plantas eram tratadas com metionina marcada radiotavamente [14C Met.]. 

Sob condições anaeróbicas, não houve produção de etileno e o ACC marcado acumulou no tecido. 

Quando o tecido era transferido para um meio aeróbico, ocorria produção de etileno. 

Outros estudos, com vários tipos de tecidos vegetais mostraram que o ACC marcado radioativamente era rapidamente convertido para etileno, sugerindo que o ACC era o precursor imediato do etileno em plantas. 

Resultados semelhantes foram obtidos com aplicação exógena de ACC (aplicação de ACC aumentava substancialmente a síntese de etileno). A Sintase do ACC, a enzima que catalisa a conversão de S-adenosilmetionina para ACC, tem sido caracterizada em muitos tecidos de várias plantas. 

A sintase do ACC é uma enzima citosólica e sua síntese é regulada por fatores internos (como auxinas, senescência de flores, amadurecimento de frutos, etc.) ou fatores externos (ferimentos, injúrias pelo frio, estresse hídrico, encharcamento, etc.). Todos estes fatores promovem a síntese de etileno. 

Alguns compostos, como o aminoetoxivinil glicina (AVG), inibem a atividade dessa enzima e, portanto, a síntese de etileno. 

A última etapa na biossíntese de etileno, a conversão de ACC para etileno, é catalisada pela enzima Oxidase do ACC, uma enzima que requer Fe2+ e ascorbato como cofatores. 

Esta enzima não é, geralmente, o ponto limitante da biossíntese de etileno, embora tecidos que mostram altas taxas de produção de etileno (como frutos em amadurecimento e flores senescentes), mostram aumento na atividade da oxidase do ACC e de seu mRNA. 

O aminoácido metionina é encontrado em concentrações muito baixas nos tecidos vegetais, em valores mais ou menos constantes, inclusive naqueles tecidos que produzem copiosos montantes de etileno (alguns frutos amadurecendo, por exemplo). Visto que a metionina é o único precursor do etileno nas plantas superiores, pode-se afirmar que os tecidos que produzem etileno requerem um contínuo suprimento deste aminoácido. 

Este suprimento é assegurado pela reciclagem da metionina via o Ciclo de Yang. Na reação catalisada pela sintase do ACC, S-adenosilmetionina é convertido para ACC e 5’- metiltio-adenosina. Este último composto é convertido para metionina através de 4 reações que completam o Ciclo de Yang. 

O ACC produzido no tecido não é convertido totalmente para etileno. 

O ACC pode ser convertido, também, para uma forma conjugada não volátil, N-malonil-ACC, a qual não é degradada e parece se acumular no tecido. Uma segunda forma de conjugação de ACC, o ácido 1-(L-glutamil-amino) ciclopropano carboxílico (GACC), tem sido também identificada. 

A conjugação de ACC pode ter um importante papel no controle da biossíntese de etileno, em uma maneira análoga à conjugação de auxinas e citocininas. Os pesquisadores têm estudado, também, o catabolismo do etileno, suprindo 14C2H4 (etileno) aos tecidos de plantas e acompanhando os compostos radioativos produzidos. Estes estudos mostraram que CO2, óxido de etileno e etileno glicol (este último livre ou conjugado com glicose) são produtos do catabolismo do etileno. 

Em alguns sistemas, auxina e etileno podem causar respostas similares em plantas, tais como a indução do florescimento em abacaxi e a inibição do alongamento do caule. Estas respostas similares se devem à capacidade das auxinas (em altas concentrações) de promover a biossíntese de etileno, pelo aumento na conversão de S-adenosilmetionina para ACC. 

Alguns estudos têm mostrado que os níveis do mRNA que codifica a sintase do ACC aumentam em resposta à aplicação de AIA, sugerindo que um aumento na transcrição do gen é responsável, pelo menos em parte, pelo aumento na produção de etileno em resposta à auxina. 

Estas observações indicam que algumas respostas previamente atribuídas às auxinas (AIA), são de fato mediadas pelo etileno produzido em resposta à auxina. 

A utilização de alguns inibidores da biossíntese e da ação do etileno permite discriminar entre a ação da auxina e do etileno. Por exemplo, aminoetoxivinil glicina (AVG) e aminooxiacetato (AOA) bloqueiam a conversão de S-adenosilmetionina para ACC, ou seja, a reação catalisada pela sintase do ACC. O cobalto (Co2+) é também um inibidor da biossíntese de etileno, bloqueando a conversão de ACC para etileno, na última etapa da biossíntese catalisada pela oxidase do ACC (anaerobiose age de modo similar). Íons prata (Ag+ ), aplicados como nitrato de prata (AgNO3) ou como tiossulfato de prata [Ag(S2O3)2 -3], são potentes inibidores da ação do etileno. O gás carbônico (CO2) em altas concentrações (5 a 10%) também inibe muitos efeitos do etileno (por exemplo, amadurecimento do fruto), embora seja menos eficiente que os íons Ag+. 

O transocteno, um composto volátil, é um forte inibidor competitivo da ligação do etileno. E, recentemente foi descoberto um novo inibidor da ação do etileno, o MCP (1-metilciclopropeno), que age ligando-se irreversivelmente ao receptor de etileno. O MCP apresenta um extraordinário potencial de uso comercial. Estudos com esses compostos mostraram que, em alguns casos, o etileno é o efetor primário e que a auxina age indiretamente, promovendo a produção de etileno. Nestes casos, a aplicação de auxinas não promove a resposta se, ao mesmo tempo, forem aplicados inibidores da síntese ou da ação do etileno. 

Papel Fisiológico 

a) Amadurecimento de frutos 

No uso popular, o termo amadurecimento de frutos se refere às mudanças metabólicas que o tornam o fruto próprio para o consumo. Tais mudanças incluem o amolecimento devido a quebra enzimática da parede celular, hidrólise de amido e de outras macromoléculas, acúmulo de açúcares solúveis e redução nos teores de ácidos orgânicos e compostos fenólicos, incluindo tanino. Também se observa acúmulo dos pigmentos antocianina e carotenóides na epiderme desses frutos. Por muitos anos, o etileno tem sido reconhecido como o hormônio que acelera o amadurecimento de muitos frutos comestíveis. No entanto, nem todos os frutos respondem ao etileno. 

Os frutos que amadurecem em resposta ao etileno exibem um aumento característico na respiração antes da fase de amadurecimento, conhecido como Climatério. 

Tais frutos mostram um pico de produção de etileno imediatamente antes do aumento na respiração. Visto que, um tratamento com etileno induz o fruto a produzir uma adicional quantidade de etileno, sua ação pode ser descrita como autocatalítica. 

Frutos como, maçã, banana, abacate e tomate, são exemplos de frutos climatéricos. 

Em contraste, frutos como Citrus, abacaxi e uva, não exibem aumento nem na produção de etileno nem na respiração, e são conhecidos como frutos não climatéricos. 

Quando frutos climatéricos não maduros são tratados com etileno, a iniciação do aumento no climatério é acelerada. 

Por outro lado, quando frutos não climatéricos são tratados da mesma maneira, o aumento na taxa respiratória é proporcional à concentração de etileno. 

No entanto, o tratamento não induz a produção de etileno endógeno e também não acelera o amadurecimento. 

A relação causal entre o nível endógeno de etileno e o amadurecimento do fruto tem sido estudada através da aplicação de inibidores da biossíntese (AVG e AOA) ou da ação (Ag+ e CO2) do etileno. 

O uso destes inibidores retarda ou evita o amadurecimento de frutos climatéricos. Estudos com mutantes também confirmam o papel do etileno no amadurecimento de frutos. 

Por exemplo, estudos com plantas transgênicas de tomate deficientes em etileno (esses mutantes são incapazes de produzir etileno devido alterações na expressão das enzimas sintase do ACC e oxidase do ACC), mostraram completo bloqueio no amadurecimento do fruto e, o amadurecimento foi promovido pela aplicação exógena de etileno. 

Estes experimentos mostraram, inequivocamente, o papel do etileno no amadurecimento do fruto. A elucidação do papel do etileno no amadurecimento de frutos climatéricos tem resultado em muitas aplicações práticas que objetivam uniformizar, acelerar ou retardar o amadurecimento. 

b) Epinastia de folhas

A curvatura para baixo de folhas, que ocorre quando o lado superior (adaxial) do pecíolo cresce mais rápido do que o lado inferior (abaxial), é denominada epinastia. 

O etileno e altas concentrações de auxinas induzem epinastia e, sabe-se agora, que a auxina age indiretamente, promovendo a síntese de etileno.  

Algumas condições ambientais, como encharcamento ou anaerobiose nas raízes (dados obtidos com tomate), provocam aumento na síntese de etileno na parte aérea, produzindo a resposta epinástica. Visto que estas condições ambientais são sentidas pelas raízes e a resposta ocorre na parte aérea, acredita-se que um sinal da raiz deve ser transportado para a parte aérea. Este sinal parece ser o ACC, o precursor imediato do etileno. Acredita-se que, as condições anaeróbicas nas raízes, as quais inibem a enzima ACC oxidase, provocam o acúmulo do composto ACC. Este ACC é transportado para a parte aérea, via xilema. 

Na parte aérea ele é convertido para etileno, o qual induz a epinastia de folhas. 

c) Expansão celular horizontal e o crescimento lateral do caule

Em concentrações acima de 0,1 µL L-1, o etileno muda o padrão de crescimento de plântulas, reduzindo a taxa de alongamento e aumentando a expansão lateral. A direção da expansão celular é determinada pela orientação das microfibrilas de celulose da parede celular. Acredita-se que o etileno induz uma gradual mudança no alinhamento das microfibrilas. 

O tipo de crescimento horizontal, que ocorre após exposição ao etileno, pode executar importante papel durante a germinação, particularmente sob determinadas condições de solo. 

Por exemplo, quando barreira física impede a emergência da plântula, ocorre um aumento na produção de etileno, induzindo então o crescimento horizontal, o que permite à plântula encontrar condições no solo para propiciar a sua emergência. 

d) Promoção do crescimento do caule e de pecíolos de espécies submersas

 Embora o etileno seja associado com a inibição do alongamento do caule e a promoção da expansão lateral, ele promove o alongamento do caule e pecíolos em várias espécies submersas em água (arroz, por exemplo). 

Nestas espécies, as partes submersas são induzidas a um rápido alongamento dos entrenós, permitindo que as folhas fiquem acima da água. Tratamento com etileno mimetiza os efeitos da submersão. Nas plantas submersas, o crescimento é estimulado por que o etileno acumula-se nos tecidos. É interessante notar que, na ausência de O2 a síntese de etileno é diminuída. No entanto, a difusão do etileno é também diminuída no meio aquoso, o que provoca o acúmulo de etileno. No caso de plântulas de arroz, os estudos têm mostrado que o etileno estimula o alongamento dos entrenós, aumentando, primariamente, a sensibilidade das células do meristema intercalar às giberelinas endógenas. Assim, o efeito estimulante do etileno em plantas submersas pode ser mediado pelas giberelinas. 

e) Florescimento em abacaxi

 Embora o etileno iniba o florescimento na maioria das espécies, ele induz florescimento em abacaxi (e em outras espécies taxonomicamente relacionadas ao abacaxi), sendo usado comercialmente no cultivo de abacaxi para a sincronização da floração e estabelecimento do fruto. 

O etileno pode mudar o sexo de flores em espécies que apresentam flores unisexuais. 

A promoção de flores fêmeas em pepino é um exemplo. Este processo de determinação do sexo está associado principalmente às giberelinas (ver giberelinas).

f) Senescência de folhas e de flores 

A senescência é um processo de desenvolvimento geneticamente programado, que afeta todos os tecidos da planta. Algumas linhas de evidências, baseadas em estudos fisiológicos, sugerem papéis para etileno e citocininas no controle da senescência de folhas. 

Principais evidências: 

• Aplicações de etileno ou de ACC aceleram a senescência de folhas, enquanto tratamento com citocininas retarda;

• Aumento na produção de etileno é associado à perda da clorofila. De modo contrário, altos níveis de citocininas estão associados ao acúmulo de clorofila; 

• Inibidores da síntese (AVG, AOA e Co2+) e da ação (Ag+ e CO2) do etileno, retardam a senescência de folhas, de flores e de frutos (amadurecimento). 

Por exemplo, aplicação de tiossulfato de prata (STS) retarda a senescência de flores.

• Plantas transgênicas superprodutoras de citocininas são mais ricas em clorofila e têm sua senescência retardada; As evidências descritas acima sugerem que a senescência é regulada pelo balanço entre citocininas e etileno. 

Em adição, o ácido abscísico (ABA) tem sido implicado, também, no controle da senescência foliar. 

g) Abscisão 

A queda de folhas, de flores, de frutos e de outras partes da planta é denominada abscisão. O processo de abscisão ocorre numa camada específica de células, conhecida como zona de abscisão (localizada na base dos pecíolos, pedicelo e pedúnculo), a qual torna-se morfológica e bioquimicamente diferenciada durante o desenvolvimento do órgão. O enfraquecimento das paredes celulares na camada de abscisão depende da atividade de enzimas degradantes da parede celular, tais como celulases, hemicelulose e poligalacturonases. 

O etileno parece ser o regulador primário do processo de abscisão, com a auxina agindo como um supressor do efeito do etileno. É interessante que, concentrações supraótimas de auxinas estimulam a produção de etileno e, consequentemente, a queda de folhas. Este é o princípio para o uso de substâncias análogas às auxinas como agentes desfolhantes. 

Por exemplo, o 2,4,5-T, o ingrediente ativo do “agente laranja”, foi usado como desfolhante pelos Estados Unidos, durante a Guerra do Vietnã (o produto era aplicado por aviões sobre as florestas). 

Esta substância atua aumentando a síntese de etileno, estimulando, desta forma, a abscisão foliar. 

Um modelo de controle hormonal da abscisão foliar descreve o processo em três fases distintas e sequenciais: 

• Fase de manutenção da folha → Esta fase é anterior à percepção do sinal que inicia a abscisão da folha. Nessa situação, se observa um gradiente decrescente de auxina da folha para o caule, a qual mantém a zona de abscisão em um estado não sensível; 

• Fase de indução da queda → A redução ou reversão do gradiente de auxina da folha para o caule, normalmente associada com a senescência, torna a zona de abscisão sensível ao etileno; 

• Fase de queda → As células sensibilizadas da zona de abscisão respondem às baixas concentrações de etileno endógeno pela produção e secreção de celulases e outras enzimas degradantes da parede celular, resultando na queda da folha. 

h) Uso comercial do etileno

Visto que o etileno regula muitos processos fisiológicos no desenvolvimento da planta, ele é um dos hormônios de plantas mais amplamente usados na agricultura. Auxinas e ACC podem estimular a biossíntese natural de etileno e são usados em alguns casos. Devido a sua alta taxa de difusão (hormônio gasoso), torna-se difícil a aplicação de etileno. No entanto, esta limitação pode ser sobrepujada pelo uso de compostos que liberam o etileno. O mais amplamente usado é o etefon (ácido 2-cloroetilfosfônico), o qual foi descoberto na década de 1960 (este composto é conhecido como ethrel). O etefon, pulverizado na forma de solução aquosa, é prontamente absorvido e transportado dentro da planta. Ele libera o etileno lentamente, em ambiente alcalino, de acordo com a reação: O etefon acelera o amadurecimento de frutos climatéricos, sincroniza o florescimento e o estabelecimento do fruto em abacaxi, acelera a abscisão de flores e frutos e promove a formação de flores femininas em pepino. 

OBS: Na prática é comum o uso do Carbeto de Cálcio (conhecido vulgarmente como “Carbureto”). Esse composto reage com a água e produz acetileno, de acordo com a seguinte reação: CaC2 + 2H2O C2H2 + Ca(OH)2 O acetileno (C2H2) em altas concentrações pode atuar de forma semelhante ao etileno (C2H4). O uso do carbeto de cálcio é comum no amadurecimento de frutos (por exemplo, bananas) e no florescimento de abacaxi. Uma vantagem do “carbureto” é o seu baixo custo, quando comparado ao etrel. 

A preservação de frutos climatéricos, estocados, também está associado ao etileno. Um maior tempo de estoque pode ser obtido, controlando-se a atmosfera com baixas concentrações de O2 e baixas temperaturas, fatores que inibem a biossíntese de etileno pelos frutos armazenados, ou com o uso de altas concentrações de CO2, que inibe a ação do etileno. Íons prata (Ag+ ) podem também ser utilizado no aumento da longevidade de flores, inibindo a ação do etileno.

Mecanismo de Ação

A despeito da diversidade dos efeitos do etileno sobre o desenvolvimento das plantas, as etapas primárias que definem o mecanismo de ação do etileno são aparentemente similares em todos os casos. Elas envolvem a ligação do etileno a um receptor, seguida da ativação de uma ou mais vias de transdução de sinal que resultam em respostas fisiológicas específicas. 

Nos últimos anos, muitas das descobertas à cerca do mecanismo de ação do etileno têm sido obtidas através de estudos com mutantes de Arabdopsis. 

De acordo com esses estudos, um modelo de sinalização celular envolvendo o etileno pode ser proposto: 

• Algum fator estimula a síntese de etileno e ele liga-se ao receptor ETR1 (receptor de etileno), o qual é uma proteína integral de membrana; 

• A ligação do etileno ao receptor ETR1, resulta na inativação de um regulador negativo, CTR1 (constitutive triple response); 

• A inativação de CTR1 permite que a proteína transmembranar EIN2 torne-se ativa. Essa proteína transmembranar pode agir como um poro ou canal; 

• Uma substância, possivelmente um íon, pode difundir-se através do canal (EIN2) e ativar um fator de transcrição (EIN3). Este EIN3 é uma proteína reguladora. 

• O fator de transcrição EIN3 age na regulação da expressão de genes nucleares que vão especificar uma determinada resposta fisiológica. 

Referências:

FERRI, M.G. Fisiologia Vegetal. Volume II. São Paulo: EDUSP, 1979.
RAVEN, P.H.; EVERT, R.F.; EICHHORN, S.E. Biologia Vegetal. Rio de Janeiro: Guanabara-Koogan, 6º ed. 2001.
TAIZ, L; ZEIGER, E. Fisiologia Vegetal. 3º edição. Artmed, 2003.

http://www.fisiologiavegetal.ufc.br/APOSTILA/REGULADORES.pdf

Citocininas: reguladores de divisão celular.

Descoberta, Identificação e Propriedades

Muitos estudos têm mostrado que as citocininas controlam vários aspectos do desenvolvimento vegetal, incluindo: divisão celular, retardamento da senescência de folhas, através da mobilização de nutrientes, dominância apical, quebra de dormência de gemas, desenvolvimento de flores, etc. 

Dentre estes, o controle da divisão celular é de considerável significância para o crescimento e desenvolvimento da planta e foi graças a este efeito que se identificou esta classe de fitohormônios. Nas décadas de 1940 e 1950, Folke Skoog testou muitas substâncias que tinham habilidade para iniciar e promover a proliferação de células de fumo em cultura de tecidos. Ele tinha observado que a adenina (base nitrogenada que participa da molécula de DNA) tinha um efeito promotor da divisão celular, o que o levou a testar a hipótese de que o DNA poderia estimular a divisão. Após um difícil e demorado fracionamento do DNA tratado com calor, Skoog e colaboradores identificaram uma pequena molécula que, na presença de auxinas, estimulava a proliferação de células em cultura de tecidos. Esta molécula foi denominada de cinetina, uma molécula derivada da adenina.

A cinetina não é um hormônio de plantas de ocorrência natural e, também, não é constituinte da molécula de DNA. 

No entanto, alguns anos após a descoberta da cinetina, pesquisadores demonstraram que extrato de endosperma imaturo de milho continha uma substância que causava os mesmos efeitos biológicos da cinetina. 

Esta molécula foi identificada como 6-(4-hidroxi-3metilbut-2-enilamino) purina, e recebeu o nome de Zeatina. 

A estrutura molecular da zeatina é similar à da cinetina. Ambas são derivadas da adenina (aminopurina). 

No entanto, elas possuem diferentes cadeias laterais que se encontram ligadas ao nitrogênio 6 da adenina. 

Devido a cadeia lateral da zeatina ter uma dupla ligação, ela pode existir nas configurações cis e trans. A zeatina natural, que ocorre nas plantas superiores, é a que apresenta configuração trans, embora as duas formas possuam atividade biológica. A atividade de uma isomerase tem sido demonstrada em tecidos de plantas, de modo que a cis-zeatina, quando aplicada a tecidos, pode ser convertida para a forma trans. Outras citocininas de ocorrência natural são a Dihidrozeatina e a Isopentenil Adenina. 

As citocinas naturais (zeatina, dihidrozeatina e isopentenil adenina) podem ser encontradas na forma livre, como ribosídeo (uma molécula de ribose ligada ao nitrogênio 9 da adenina), como ribotídeo (a ribose ligada ao N-9 é esterificada com ácido fosfórico) ou como glicosídeo (uma molécula de glicose é ligada ao N-7 ou N-9 da adenina ou ainda, ao oxigênio da zeatina ou dihidrozeatina). As citocininas são definidas como compostos que possuem atividades similares àquelas da trans-zeatina. 

Estas atividades incluem:

• Induzir a divisão celular em callus, na presença de auxinas; 

• Promover a formação de parte aérea ou raízes em cultura de tecidos, quando aplicada em proporção adequada com auxinas; 

• Retardar a senescência de folhas; 

• Promover a expansão de cotilédones em dicotiledôneas; Muitos compostos químicos têm sido sintetizados e testados em relação à sua capacidade de atuar como citocininas. 

Análises destes compostos permitiram estabelecer alguns requerimentos estruturais para a atividade. Em geral, todos os compostos ativos como citocininas possuem uma cadeia lateral ligada ao N-6 da adenina e todas as citocininas naturais são derivadas da adenina. As moléculas de cinetina e benziladenina (BA) são exemplos de citocininas sintéticas que possuem a cadeia lateral ligada ao N-6 da adenina (Figura 21). As únicas exceções a esta generalização são certos derivados da difeniluréia. Estes compostos possuem fraca atividade de citocininas e não possuem a cadeia lateral referida anteriormente. 

No curso da determinação do requerimento estrutural para a atividade de citocinina, os investigadores encontraram algumas moléculas que agiam como antagonistas da citocinina. 

Estes compostos resultam de modificações químicas no anel da purina e parecem bloquear a atividade de citocininas pela competição com o seu receptor. Este efeito pode ser sobrepujado pela adição de mais citocininas.

As cadeias laterais das citocininas naturais são quimicamente relacionadas com as estruturas de pigmentos carotenóides, dos hormônios giberelinas e ácido abscísico e de alguns compostos de defesa de plantas conhecidos como fitoalexinas. 

Todos esses compostos são formados, pelo menos em parte, através da junção de unidades de isopreno. A estrutura do isopreno é similar à da cadeia lateral da zeatina e de outras citocininas. Os precursores para a formação das unidades de isopreno são o ácido mevalônico ou o piruvato + 3-fosfoglicerato, dependendo da via envolvida. Estes precursores produzem a unidade biológica de isopreno, ou seja, o Isopentenil-Difosfato (IPP). Na primeira etapa da biossíntese de citocininas, uma enzima conhecida como transferase do isopentenil (IPT) catalisa a transferência do grupo isopentenil do IPP para o AMP, ADP E ATP. 

O produto da reação é o ribotídeo isopentenil adenina (a citocinina isopentenil adenina contendo uma ribose e um, dois ou três grupos fosfato). Este conjugado é, em seguida, convertido para trans-zeatina ou para outras citocininas naturais, dihidrozeatina e isopentenil adenina.

Transporte:

Os meristemas apicais das raízes são os principais sítios de síntese de citocininas livres na planta. As citocininas sintetizadas nas raízes parecem que são transportadas para a parte aérea via xilema. Algumas evidências confirmam este tipo de transporte: Quando a parte aérea é cortada próximo à superfície do solo, a seiva do xilema pode continuar fluindo na região do corte. Este exsudato do xilema contém citocininas; Se o solo é mantido úmido, o fluxo do xilema na região cortada pode continuar por alguns dias. Alguns resultados mostram que, mesmo nesse caso, o conteúdo de citocininas no exsudato não diminui, indicando que a mesma está sendo sintetizada nas raízes; Além disso, alguns fatores ambientais que afetam o funcionamento das raízes, como estresse hídrico e salino, reduzem o conteúdo de citocininas no exsudato do xilema. É necessário destacar, no entanto, que as citocininas não são sintetizadas exclusivamente nas raízes. Sementes em desenvolvimento e folhas jovens, também sintetizam citocininas. Porém, a produção de citocininas na parte aérea parece ser distribuída na própria parte aérea, via floema, enquanto a citocinina produzida nas raízes é distribuída para toda planta via xilema. Essas citocininas no exsudato do xilema estão principalmente na forma de ribosídeo de zeatina. 

Uma vez nas folhas, uma parte desses nucleosídeos é convertida para a forma livre (trans-zeatina) ou para a forma de glicosídeos. Muitas das diferentes formas químicas de citocininas são rapidamente interconvertidas pelos tecidos vegetais. As citocininas quando aplicadas na forma livre, podem ser convertidas para seus respectivos nucleotídeos ou glicosídeos e vice versa. Estas citocininas conjugadas podem ser consideradas formas de estoque de citocinina em um estado metabolicamente inativo. 

Por exemplo, em algumas sementes dormentes são encontrados altos níveis de glicosídeos (forma inativa) e baixos níveis de citocinina livre (forma ativa). De modo contrário, durante o processo de germinação dessas sementes, observa-se uma nítida queda nos níveis de glicosídeos e aumento nos níveis de citocininas livres. Assim, é possível que algumas glicosidases (enzimas) atuem na liberação de citocininas livres (como a transzeatina) a partir das citocininas conjugadas. 

Além da conjugação, as citocinas livres podem ser catabolisadas, produzindo compostos inativos. Em muitos tecidos de plantas, por exemplo, foi encontrada a enzima citocinina oxidase, a qual degrada zeatina, ribotídeo de zeatina e isopentenil adenina, produzindo adenina e seus derivados. 

Esta enzima inativa o hormônio e pode ser importante na regulação ou limitação dos efeitos das citocininas.

Papel Fisiológico

Os hormônios vegetais raramente, ou nunca, trabalham isoladamente. 

Mesmo nos casos em que a resposta se dá pela aplicação de um único hormônio, o tecido pode conter hormônios endógenos que contribuem para a resposta final. 

Em alguns casos a resposta está associada a dois ou mais hormônios, ou um hormônio pode induzir a síntese de um outro. Estas observações indicam que a resposta final está quase sempre associada ao Balanço Hormonal. Independente dessa visão, as citocininas podem estimular ou inibir uma variedade de processos fisiológicos e aspectos do desenvolvimento da planta. 

Muitos dos processos regulados pelas citocininas têm sido revelados em plantas transgênicas que superexpressam essa classe de hormônio. 

Estas plantas superprodutoras de citocininas exibem algumas características que indicam o papel executado pelas citocininas na fisiologia e no desenvolvimento da planta. 

Algumas características dessas plantas são:

• O meristema apical da parte aérea produz maior quantidade de folhas; 

• As folhas são mais ricas em clorofila e, como conseqüência, são mais verdes; 

• Retardamento da senescência; 

• Redução nítida na dominância apical; 

• Em casos extremos pode ocorrer encurtamento dos entrenós e redução na taxa de crescimento das raízes. 

A seguir serão descritos alguns papéis fisiológicos atribuídos, pelo menos em parte, às citocininas: 

a) A relação auxina/citocinina regula a morfogênese em cultura de tecidos 

De modo geral, na ausência de citocinina praticamente não se observa a ocorrência de divisão celular. 

Altos níveis de auxina em relação aos de citocinina promovem a formação de raízes, enquanto altos níveis de citocinina em relação aos de auxina estimulam a formação da parte aérea. 

Uma relação intermediária favorece o crescimento do tecido não diferenciado, comumente referido como callus. 

Muitos pesquisadores têm usado, também, a genética molecular para investigar o significado da relação auxina/citocinina na regulação da morfogênese. Eles utilizaram a bactéria Agrobacterium tumefasciens, a qual infecta os tecidos de plantas e provoca a formação de tumores. Os genes do plasmídio da bactéria foram, em seguida, incorporados ao genoma da célula hospedeira (da planta), produzindo novas células geneticamente modificadas (mutantes ou transgênicos). Nestes estudos, foram obtidos três mutantes: um mutante provocava a formação de tumores com anormal proliferação de raízes (tmr); outro provocava a formação de tumores com anormal proliferação de parte aérea (tms); e o terceiro provocava a formação de tumores não diferenciados, conhecidos como galhas (crown gall). 

No mutante tms foi observada a inativação de dois gens necessários para a biossíntese de AIA, o que proporcionou uma baixa relação auxina/citocinina e, como conseqüência, a anormal proliferação de parte aérea. No mutante tmr, ao contrário, encontrouse mutações no gen requerido para a biossíntese de zeatina. Este mutante, portanto, apresentou alta relação auxina/citocinina, o que justifica a anormal proliferação de raízes. O terceiro mutante super expressava a síntese de auxinas e de citocininas, o que justifica a formação de callus (neste caso, o ciclo celular é acelerado e nenhuma célula se diferencia). Estes resultados demonstraram a importância da relação auxina/citocinina na regulação da morfogênese. 

b) Citocinina e auxina regulam o ciclo celular em plantas

As citocininas foram descobertas devido à sua capacidade para estimular a divisão celular em tecidos supridos com um nível adequado de auxinas. Evidências experimentais sugerem que tanto a auxina como a citocinina participam na regulação do ciclo celular e elas atuam controlando a atividade de quinases dependentes de ciclina. As proteínas quinases dependentes de ciclina (CDKs) são enzimas que regulam o ciclo celular em eucariotos. A expressão do gen que codifica a principal CDK, a CDC2 (Cell Division Cycle, 2), é regulada pela auxina. No entanto, a CDK induzida pela auxina é enzimaticamente inativa e altos níveis dessa enzima não são suficientes para que ocorra a divisão celular. A citocinina parece ativar uma proteína ciclina tipo G1, a qual se liga à CDK e produz um complexo ativo (CDK-G1). A ativação da CDK, então, permite a realização do ciclo celular e, consequentemente, a divisão da célula. Em mutantes que super expressam a biossíntese de citocininas e de auxinas, o ciclo celular é acelerado e pode ocorrer a formação de callus. 

c) Quebra da dominância apical e indução do crescimento de gemas.

Na maioria das plantas superiores, o crescimento da gema apical inibe o crescimento das gemas laterais, um fenômeno conhecido como Dominância Apical. Plantas com forte dominância apical, tais como milho, têm um único eixo de crescimento com poucas ramificações laterais. Em contraste, muitas gemas laterais crescem em muitos arbustos. Embora a dominância apical possa ser determinada primariamente pelas auxinas, estudos fisiológicos indicam que citocininas executam um papel importante em iniciar o crescimento de gemas laterais. 

Por exemplo, aplicação direta de citocininas em gemas axilares de muitas espécies, estimula a divisão celular e o crescimento da gema. O fenótipo de mutantes superprodutores de citocininas é consistente com o papel desta classe de hormônios na dominância apical. Por exemplo, plantas de fumo e de Arabidopsis do tipo selvagem (não mutante) mostram forte dominância apical durante o crescimento, enquanto que nos mutantes superprodutores de citocininas as gemas laterais crescem vigorosamente e competem com o ápice da parte aérea por nutrientes. Consequentemente, as plantas mutantes mostram-se bastante ramificadas. 

Apesar desses estudos bastante esclarecedores, relacionados aos papéis das auxinas (ver auxinas) e das citocininas no controle da dominância apical, outros estudos ainda são necessários. Acredita-se que outros sinais, promotores ou inibidores, podem estar envolvidos no desenvolvimento das gemas laterais e, portanto, no controle da dominância apical. 

d) Retardamento da senescência de folhas e mobilização de nutrientes

Folhas destacadas de plantas lentamente perdem clorofila, RNA, lipídios e proteínas, mesmo que elas sejam mantidas úmidas e providas de nutrientes minerais. Estas mudanças também ocorrem normalmente nas folhas de plantas, constituindo-se na fase final da vida das folhas. Este processo de envelhecimento programado que leva à morte recebe o nome de senescência. Este processo parece estar sob o controle das citocininas. O tratamento de folhas isoladas de muitas espécies com citocininas retarda o processo de senescência. Este efeito pode ser marcante, particularmente quando a citocinina é aplicada diretamente sobre a planta intacta. Os efeitos podem também ser localizado dentro de uma mesma folha, se a aplicação for feita de forma localizada (aplicando-se citocinina apenas em uma das metades da folha, observa-se o retardamento da senescência somente na região tratada). Embora evidências sugiram que folhas jovens podem produzir citocininas, as folhas maduras não podem. As folhas maduras dependem da citocinina proveniente das raízes, via xilema. A produção de citocininas nas raízes e o seu transporte para a parte aérea podem ser influenciados por fatores ambientais e pelo próprio estádio de desenvolvimento da planta. Por exemplo, estresses hídrico e salino afetam a produção de citocininas nas raízes e aceleram a senescência de folhas. Já em folhas de soja, a senescência é iniciada pela maturação da semente, um fenômeno conhecido como Senescência Monocárpica. Esta senescência pode ser retardada pela remoção da semente no início do seu desenvolvimento. Neste caso, a retirada da semente controla o transporte de citocininas das raízes para as folhas. As citocininas envolvidas no retardamento da senescência são primariamente os ribosídios de zeatina e de dihidrozeatina, os quais são transportados das raízes para as folhas pela corrente transpiratória (via xilema). Nas folhas, essas formas conjugadas são convertidas para as formas livres, que são ativas. As evidências mais convincentes sobre os papéis das citocininas no controle da senescência têm sido obtidas com a utilização de transgênicos. Por exemplo, a senescência de folhas é retardada em plantas transgênicas de fumo que possuem um gen que controla a biossíntese de citocininas.

O mecanismo pelo qual as citocininas são capazes de retardar a senescência não é claro, porém, algumas evidências indicam que as citocininas exercem importante papel na mobilização de nutrientes. As citocininas influenciam o movimento de nutrientes (orgânicos e inorgânicos) de outras partes da planta para as folhas, um fenômeno conhecido como mobilização de nutrientes induzido pelas citocininas. 

A participação das citocininas na mobilização de nutrientes tem sido revelada quando nutrientes marcados radioativamente são fornecidos às plantas, após o tratamento de uma folha ou parte dela com citocininas. As plantas são, posteriormente, autorradiografadas para verificar a mobilização dos nutrientes. Os resultados destes estudos mostram que os nutrientes são preferencialmente transportados para os tecidos tratados com citocininas, onde eles se acumulam. 

e) Maturação de cloroplastos 

Embora a maioria das sementes de plantas possam germinar no escuro, a morfologia das plântulas crescendo no escuro é muito diferente daquelas que crescem na luz. As plantas no escuro são estioladas, tendo hipocótilo e entrenós alongados, cotilédones e folhas não expandidos, e cloroplastos não maturos. Ao invés de maturar como cloroplastos, os proplastídios de plântulas crescendo no escuro desenvolvem-se em etioplastos. Nos etioplastos, a membrana interna forma um treliça compacta e altamente regular, conhecido como corpo prolamelar. Os etioplastos também possuem alguns carotenóides, sendo esta a razão para a coloração amarelada das plantas estioladas. Porém, os etioplastos não possuem clorofila nem as enzimas e as proteínas estruturais requeridas para a formação da maquinaria fotossintética. Quando as plantas germinam na luz, os cloroplastos maturam diretamente dos proplastídios presentes no embrião, porém, etioplastos podem também gerar cloroplastos quando as plantas estiolados são iluminadas. Quando as folhas estioladas são tratadas com citocininas, antes de serem iluminadas, elas formam cloroplastos com extenso sistema de membrana interna e com maiores taxas de biossíntese de clorofila e de enzimas fotossintéticas. Também, plântulas de Arabidopsis (não mutantes) germinando no escuro e na presença de citocininas, desenvolvem características de plântulas que germinam na luz.

As características das plantas tratadas com citocininas: 

• Encurtamento do caule; 

• Expansão dos cotilédones; 

• Iniciação de folhas no meristema apical; 

• E, também, se observa parcial desenvolvimento dos cloroplastos, incluindo a síntese de algumas enzimas da fotossíntese. Estes resultados indicam que as citocininas participam da regulação da síntese de pigmentos e de proteínas associadas com o processo fotossintético, juntamente com outros fatores ambientais, tais como luz e nutrição. 

f) Outros efeitos relacionados às citocininas

 As citocininas podem promover ou inibir a expansão celular. A promoção da expansão celular pelas citocininas é mais claramente demonstrada nos cotilédones de algumas dicotiledôneas que possuem folhas cotiledonares. De modo contrário, as citocininas podem inibir o alongamento celular em caules e raízes. Neste caso, é provável que a inibição do alongamento do caule pelas citocininas, esteja associada à produção do hormônio gasoso etileno.  

Referências:

FERRI, M.G. Fisiologia Vegetal. Volume II. São Paulo: EDUSP, 1979.
RAVEN, P.H.; EVERT, R.F.; EICHHORN, S.E. Biologia Vegetal. Rio de Janeiro: Guanabara-Koogan, 6º ed. 2001.
TAIZ, L; ZEIGER, E. Fisiologia Vegetal. 3º edição. Artmed, 2003.

http://www.fisiologiavegetal.ufc.br/APOSTILA/REGULADORES.pdf