Hormônios vegetais: Auxina

As plantas são organismos multicelulares complexos, necessitando para o seu desenvolvimento ordenado um eficiente meio de comunicação entre os órgãos, tecidos e células via simplasto e/ou apoplasto. 

Para coordenar suas atividades, as células da planta devem ser capazes de se comunicar, frequentemente, a diferentes distâncias (entre órgãos, por exemplo). 

Os principais meios de comunicação intercelular são os hormônios, mensageiros químicos primários que carregam a informação entre células e, desta forma, coordenam o seu crescimento e desenvolvimento. Estudos realizados durante o último século têm mostrado que o desenvolvimento da planta é regulado por cinco principais classes de hormônios: auxinas, giberelinas, citocininas, etileno e ácido abscísico.

Moléculas receptoras específicas correspondentes para cada um dos hormônios de planta, estão presentes nas células alvo (onde o hormônio vai atuar) e a ligação hormônio-receptor parece desencadear as respostas. Dentre estas classes de hormônios, algumas promovem enquanto outras inibem vários aspectos do desenvolvimento da planta, podendo as mesmas atuar sozinhas ou em conjunto (balanço hormonal). 

Identificação de hormônios

Os métodos utilizados para identificar os hormônios podem ser agrupados em três categorias: Bioensaios, Análise Instrumental e Imunoensaios. 

A atividade biológica de hormônios ou de extratos de plantas é comumente testada pela aplicação deles a sistemas vegetais em que se conhece a resposta para aquela classe particular de hormônio. Esses testes são conhecidos como Bioensaios. Portanto bioensaio é a medida do efeito de uma substância biologicamente ativa, conhecida ou não, em material vivo, cuja resposta é conhecida e é proporcional à concentração. Por décadas, os bioensaios foram os principais meios, se não os únicos, para obtenção de informações quantitativas e qualitativas à cerca dos hormônios. Para que um bioensaio seja útil ele precisa atender três principais critérios: 

• O sistema deve responder especificamente àquele hormônio ou classe de hormônio. 

• A resposta deve ser verificada em baixas concentrações do hormônio 

• A magnitude da resposta deve oferecer um relacionamento quantitativo com a concentração do hormônio.

O bioensaio precisa ser escolhido de acordo com a substância que está sendo estudada. Assim, se estivermos estudando giberelinas, precisamos utilizar um teste específico para giberelinas. Além disso, toda vez que um extrato vegetal é testado, deve-se montar uma curva-padrão com doses conhecidas da substância padrão (por exemplo, ácido giberélico). 

Exemplos de bioensaios: o teste da curvatura do coleópilo (auxinas), o teste do milho anão (giberelinas), o teste de preservação da clorofila (citocininas), o teste do fechamento estomático (ácido abscísico), estiolamento de plantas de ervilha (etileno). 

O uso de bioensaios para testar a atividade de hormônios continua sendo, ainda, uma alternativa viável. No entanto, os avanços na análise instrumental e na imunoquímica têm substituído quase totalmente os bioensaios na análise de rotina

Mecanismo de ação dos hormônios

A sequência de eventos iniciada pelos hormônios pode geralmente ser apresentada em três estágios: a percepção do sinal; a via de transdução e amplificação do sinal; e a resposta final. 

a) A percepção do sinal

O Sinal a que nos referimos pode ser alguma mudança no ambiente (alteração na umidade do solo, na temperatura do ar, na concentração de íons, respostas à luz, etc.) ou no desenvolvimento da planta (germinação ou dormência, passagem do desenvolvimento vegetativo para o reprodutivo, formação de sementes e frutos, senescência, queda de folhas, amadurecimento de frutos, etc.). Estes sinais podem induzir a produção de hormônios. A percepção do sinal envolve a reação do hormônio com o receptor. O hormônio de planta pode difundir-se de célula para célula através do simplasto ou do apoplasto. Em cada evento a célula destinada a responder ao hormônio, conhecida como célula alvo, deve ser capaz de detectar a presença do hormônio, o que é feito através de receptores. A detecção é acompanhada pela interação entre o hormônio e o receptor celular, o qual é específico para o hormônio e característico da célula alvo. Estes receptores são glicoproteínas que se ligam reversivelmente com o hormônio. A formação do complexo ativo hormônio-receptor, completa o estágio de percepção do sinal. 

b) Transdução e Amplificação do Sinal

Nesse estágio, o complexo ativo hormônio-receptor inicia uma cascata de eventos bioquímicos/moleculares que finalmente levam à resposta final. Nesse ponto, é importante distinguir duas classes de mensageiros. O hormônio é considerado um Mensageiro Primário por que ele identifica e inicia a mensagem original na superfície celular. Outras moléculas de sinalização (Ca2+, Inositol trifosfato – IP3, AMP cíclico, etc.) são considerados Mensageiros Secundários. Estes mensageiros secundários providenciam a amplificação do sinal original (identificado pelo hormônio), iniciando, assim, uma ou mais vias de transdução de sinal. 

Um exemplo: 

• a raiz percebe a redução na umidade no solo (SINAL) produzindo o hormônio ácido abscísico - ABA (mensageiro primário). 

• ABA é translocado para as folhas, onde altera a concentração de mensageiros secundários (Ca2+ e IP3) no citosol das células-guardas. 

• Esses mensageiros secundários vão amplificar o sinal, através de três vias específicas, as quais produzem o fechamento estomático (Resposta Final). 

c) A Resposta Final

A resposta de cada célula para sinais identificados pelos hormônios, depende de dois principais fatores: 

(1) seu programa de desenvolvimento, isto é, os tipos de genes que estão sendo expressos no tempo de exposição ao sinal; 

(2) a concentração de outras moléculas de sinalização (mensageiros secundários). 

Dependendo da velocidade da resposta, as vias de transdução de sinal podem provocar ou não alterações na expressão gênica. Em alguns casos, a resposta envolve alteração na atividade de enzimas pré-existentes ou na abertura de canais de íons. Em outros casos, a resposta envolve a ativação ou inibição de fatores de transcrição, os quais alteram a expressão gênica. 

Principais classes de hormônios

1. Auxinas: hormônio de crescimento.

A Descoberta

Os estudos desenvolvidos por Went (1926) demonstraram inequivocamente que a curvatura do coleópilo (folhas modificadas que cobrem a parte aérea de gramíneas na fase inicial do estabelecimento da plântula) e, consequentemente, o seu crescimento, em resposta à luz, era influenciado por uma substância química produzida no ápice do coleóptilo. Essa substância era transportada lateralmente para o lado sombreado, onde ocorria o maior crescimento. Essa substância se enquadrava perfeitamente no conceito de hormônio, visto que ela era produzida em um local e transportada em mínimas quantidades para o seu sítio de ação. Visto que essa substância promovia o alongamento do tecido do coleóptilo, F. Kölg e outros denominaram o composto de Went de AUXINA (do grego, “auxein” que significa “crescer”, “to increase”, “to growth”). 

Na década de 1930 dois grupos de pesquisadores (F. Kölg e A. J. Haagen-Smith na Holanda e K. V. Thimann nos Estados Unidos) identificaram a auxina como sendo o Ácido Indol-3-Acético (AIA).Posteriormente, outras auxinas naturais foram descobertas (Ácido Fenil-Acético e Ácido 4-Cl –Indol-3-Acético), porém, o AIA é de longe a mais abundante e mais relevante do ponto de vista fisiológico.

Em face da estrutura relativamente simples do AIA , os laboratórios foram capazes de sintetizar várias moléculas com atividade de auxina, as quais são conhecidas como auxinas sintéticas (Ácido Indol-3- Propílico – AIP ou IPA; Ácido Naftaleno Acético – ANA ou NAA; Ácido 2,4 diclorofenoxiacético – 2,4 D, dentre outros). 

A definição inicial de auxina incluía todas as substâncias naturais e sintéticas que estimulavam o alongamento em coleóptilos e seções de caules. No entanto, sabe-se hoje que as auxinas afetam muitos outros processos na planta. Em face disso, Cleland (1996) recomendou a seguinte definição para auxinas: “Um composto que tem um espectro de atividades biológicas similar, porém, não necessariamente, idêntico àquele do AIA”. 

Isto inclui a habilidade para:

• Induzir o alongamento em coleóptilos isolados ou seções de caules; Induzir divisão celular em tecidos de callus na presença de citocininas;
• Promover a formação de raízes laterais em superfícies cortadas de caules;
• Induzir o crescimento de frutos partenocárpicos;
• Induzir a produção de etileno. 

Embora a estrutura das auxinas ativas sejam quimicamente diversas, uma comparação destas em pH neutro revela que todas as estruturas possuem uma carga negativa forte no grupo carboxílico (da cadeia de carbono) e uma carga positiva fraca na estrutura do anel. Estas cargas são sempre separadas por uma distância de 0,5 nm, independente do tipo de auxina. Esta separação de carga pode ser um requerimento estrutural essencial para que a molécula tenha atividade de auxina. 

Alguns compostos sintéticos, por exemplo, o Ácido α-(p-clorofenoxi) Isobutírico (PCIB), atuam inibindo substancialmente os efeitos das auxinas. Estes compostos são conhecidos como ANTIAUXINAS e, quando aplicados à planta, podem competir com o AIA pelos sítios de ligação dos receptores específicos, inibindo a ação normal da auxina. Esta inibição pode ser corrigida pela adição de AIA em excesso, indicando que auxinas e antiauxinas competem pelos sítios de ligação aos receptores.

1881- Charles Darwin e o filho Francis: “O poder do movimento nas plantas” onde fizeram observações sobre curvatura das plantas em direção à luz.

1926- Frits W. Went isolou a “influencia” dos ápices (coleóptilo de aveia) que chamou de auxina (grego auxein= crescer).

Ocorrência e Metabolismo do AIA. 

O AIA é de ocorrência bastante ampla no reino vegetal. Ela ocorre principalmente em órgãos que estão crescendo ativamente, tais como meristemas apicais da parte aérea, folhas jovens e frutos em desenvolvimento e são os sítios primários da síntese de AIA. Embora o AIA possa ser produzido, também, em folhas maduras e nos ápices radiculares, o nível de produção nesses tecidos é usualmente baixo. O AIA é estruturalmente relacionado ao aminoácido triptofano e estudos iniciais sobre a biossíntese de AIA foram focalizados tendo o triptofano como o provável precursor. A partir desses estudos, quatro vias de síntese de AIA dependentes de triptofano foram identificadas em plantas e bactérias. Destas, a via do Ácido Indol-3-Pirúvico (IPA) é, provavelmente, a mais comum nos vegetais. Esta via envolve a desaminação do triptofano para formar o IPA, o qual sofre descaboxilação, produzindo o Indol-3-Acetaldeído. Este é finalmente oxidado por uma desidrogenase específica, produzindo o AIA.

Em adição a estas vias dependentes de triptofano, estudos com mutantes têm evidenciado que as plantas podem, também, sintetizar AIA por uma via independente do triptofano. Um desses estudos foi conduzido com um mutante de milho (orp), o qual apresenta mutações nos genes que codificam as subunidades da enzima que catalisa a etapa final da biossíntese de triptofano, a sintase do triptofano. O mutante orp requer aplicação exógena de triptofano para sobreviver. No entanto, o mutante é incapaz de converter triptofano em AIA, mesmo quando o triptofano é oferecido em altas concentrações. A despeito do bloqueio da biossíntese de triptofano, o mutante orp contém um montante de AIA que é cerca de 50 vezes maior do que o da planta tipo selvagem (que não sofreu mutação e, portanto sintetiza o triptofano normalmente). Essa é uma clara evidência para a existência de vias de biossíntese de AIA independentes do triptofano. Estudos posteriores com mutantes de Arabidopsis e de tomate (que também eram incapazes de sintetizar triptofano) estabeleceram que o ponto de ramificação para a biossíntese de AIA (sem passar pelo triptofano) é o Indol ou seu precursor, Indol-3-Glicerol Fosfato. Embora o AIA na forma livre seja a forma biologicamente ativa do hormônio, a maioria de auxinas em plantas é encontrada na forma conjugada, em um estado covalentemente ligada. 

Estas auxinas conjugadas têm sido identificadas em todas as plantas superiores e são geralmente inativas. 

O AIA forma conjugados com compostos de baixa massa molecular (glicose, mio-inositol e amidas) e de alta massa molecular (glicoproteínas). A maior concentração de auxinas livre nas plantas é encontrada nos meristemas apicais da parte aérea, folhas jovens e frutos em desenvolvimento, visto que eles são os sítios primários da síntese de auxinas. No entanto, como a auxina é amplamente distribuída na planta, o metabolismo do AIA conjugado pode contribuir na regulação dos níveis de auxina livre. Por exemplo, durante a germinação de sementes de milho, o conjugado AIA-mio-inositol é translocado do endosperma para o coleóptilo, via floema, e, parte do AIA livre produzido no coleóptilo pode derivar da hidrólise desse AIA conjugado. Como a biossíntese, a degradação enzimática de AIA parece envolver mais de uma via. Uma dessas vias pode envolver a oxidação do AIA por enzimas peroxidases, produzindo o 3- metilenooxidol, via descarboxilação. No entanto, um processo de oxidação, sem que ocorra descaboxilação, parece ser a principal via de degradação do AIA, a qual produz o Ácido Oxidol-3-Acético. Assim, o “pool” de AIA no citosol é metabolisado, tanto via conjugação como pelo catabolismo puramente oxidativo (sem descarboxilação). 

O “pool” de AIA nos cloroplastos é protegido desses processos, sendo regulado pela quantidade de AIA no citosol, com o qual ele está em equilíbrio.

Transporte de AIA

Há mais de 50 anos foi descoberto que, em seções de coleóptilos isolados, o AIA move-se preferencialmente do ápice para a base (basipetalmente). 

Esse tipo de transporte tem sido chamado de TRANSPORTE POLAR BASÍPETO. 

A auxina é o único hormônio vegetal que é transportado desta forma. Visto que o ápice da parte aérea serve como a principal fonte de auxina para a planta inteira, o transporte polar contribui para a formação de um gradiente decrescente de auxina da parte aérea para as raízes. Esse gradiente longitudinal de auxina parece controlar alguns processos na planta, incluindo o alongamento do caule, a dominância apical, a cicatrização de ferimentos e a senescência de folhas. 

A elucidação do mecanismo quimiosmótico para o transporte de solutos na década de 1960 (Mitchel), permitiu a criação de um modelo para explicar o transporte polar de auxinas. A primeira etapa no transporte polar é o influxo da auxina. 

Esta absorção pode ser passiva ou ativa. Essa dupla possibilidade depende fortemente do pH do apoplasto. 

A forma não dissociada do AIA (AIAH), na qual o grupo carboxílico está protonado, é lipofílica e difunde-se livremente através da bicamada lipídica. Visto que a H+ -ATPase da membrana plasmática mantém normalmente a solução na parede celular (apoplasto) com pH em torno de 5,0, cerca de metade das moléculas de AIA (que tem pKa = 4,75) no apoplasto poderá estar na forma não dissociada e, portanto, poderá difundir-se passivamente para dentro da célula, a favor do seu gradiente de concentração. O restante da auxina na forma dissociada (AIA- ) é absorvida ativamente, via um transporte ativo secundário (cotransporte), mediado por um simporte AIA-1 /2 H+ . Uma vez que auxina entra no citosol, o qual tem um pH em torno de 7,2, quase todo o AIA poderá estar na forma dissociada (AIA-1). Esse AIA dissociado deixa a célula, efluxo, via um carreador que utiliza a diferença de potencial de membrana que é negativo dentro da célula. Uma feição crucial desse modelo é que o efluxo de AIA-1 ocorre preferencialmente na membrana basal de cada célula, onde o carreador de efluxo de AIA parece estar localizado. 

De acordo com esse modelo, a repetição da absorção (influxo) de AIA na parte apical da célula e a preferencial saída (efluxo) na base de cada célula, garante a ocorrência do transporte polar. 

Por outro lado, o AIA que é sintetizado nas folhas maduras parece ser transportado para o resto da planta, via floema. Nesse transporte, a auxina pode mover-se em diferentes direções e em velocidades muito maiores do que aquelas observadas no transporte polar. Algumas evidências sugerem que o transporte de auxinas a longa distância via floema é importante para controlar alguns processos, como a divisão nas células do câmbio vascular e a formação de raízes laterais. Em algumas situações, o AIA na forma conjugada parece ser transportado via floema, para as regiões de crescimento. Do exposto acima, vê-se que o nível de AIA livre no citosol é determinado por alguns processos interconectados.

Papel Fisiológico  

a)Alongamento celular 

O constante suprimento de auxinas para a região subapical do caule ou do coleóptilo é requerido para o continuado alongamento das células. A relação entre auxinas e o controle do crescimento em alongamento da raiz tem sido bem mais difícil de demonstrar. Originalmente foi proposto que respostas de raízes e da parte aérea às auxinas eram similares, exceto que a concentração ótima de auxina é muito menor nas raízes. Assim, o crescimento da raiz seria fortemente inibido pela auxina em concentrações que promovem alongamento em caules e em coleóptilos. Esta inibição do crescimento pode estar associada ao estímulo na síntese de etileno, pelas altas concentrações de auxinas. Para entendermos o papel das auxinas no alongamento celular, devemos inicialmente recordar que a expansão da célula vegetal ocorre de acordo com a seguinte equação: Taxa de Crescimento = m (Ψp – Y) Em que: m = extensibilidade da parede celular; Ψp = potencial de turgescência; e Y = potencial de turgescência limite para que ocorra o crescimento. Primeiramente, para que ocorra o crescimento, a célula deve absorver água através da membrana plasmática, o que é impulsionado pelo gradiente de potencial hídrico (o potencial hídrico no interior da célula é menor que no meio externo ou no apoplasto). A entrada de água na célula produz um aumento no potencial de turgescência, que atua sobre a parede celular. Quando o valor de Ψp supera a pressão limite (Y), a parede se distende e a célula cresce. Alternativamente, alterações nos valores de m (extensibilidade da parede celular) podem alterar os valores de Y. Células com paredes mais extensíveis crescem com maior facilidade. Muitas evidências indicam que a auxina causa um aumento na extensibilidade da parede (m), ou seja, na presença de auxina a parede celular se distende mais facilmente e, consequentemente, a célula se expande. 

A hipótese aceita para explicar o efeito da auxina no alongamento celular é conhecida como HIPÓTESE DO CRESCIMENTO ÁCIDO. Esta hipótese estabelece que a auxina causa um aumento no efluxo de H+ , com conseqüente queda no pH do apoplasto. 

Isto ativa inicialmente as expansinas (grupo de proteínas) que atuam quebrando as pontes de hidrogênio das ligações cruzadas entre as microfibrilas de celulose e as hemiceluloses. 

Após, outras enzimas são ativadas (hidrolases, pectinases, celulases e hemicelulases) que podem atuar sobre os componentes da parede celular, provocando seu afrouxamento e aumentando sua extensibilidade. 

De acordo com essa hipótese, a auxina poderia aumentar a taxa de efluxo de H+ através da membrana plasmática agindo sobre os seguintes processos: aumentando a atividade da H+ - ATPase ou aumentando a síntese da H+ -ATPase. 

É importante destacar que a acidificação da parede celular não é a única maneira pela qual a auxina induz o alongamento de células de plantas. A auxina deve afetar outros importantes processos relacionados ao crescimento celular, tais como, absorção e produção de solutos osmóticos, além de controlar o crescimento e a manutenção da estrutura da parede celular. A absorção de solutos, como já vimos, depende, em grande parte, da atividade da H+ - ATPase, a qual é induzida pela auxina. A auxina também aumenta a atividade de certas enzimas envolvidas na biossíntese de polissacarídeos. Esses polissacarídeos podem ser utilizados na síntese de novos materiais da parede celular, contribuindo para a continuação do crescimento celular.

b) Tropismo e Nastismos

 O poder de movimento é geralmente visto como uma característica animal, não associado às plantas. O movimento em plantas superiores não envolve locomoção como nos animais e também não é muito rápido. Em plantas o movimento é geralmente lento, porém é o fator chave que determina a orientação da planta no espaço. São reconhecidas duas categorias principais de movimento em plantas: Movimento de Crescimento - são irreversíveis e resultam do crescimento diferencial dentro de um órgão; Movimentos por variação de Turgescência - são reversíveis, resultando de mudanças de volume de certas células, mais freqüentemente associadas a um órgão especial, o pulvino. Dentro destas duas categorias, podemos distinguir entre NASTISMOS E TROPISMOS. 

NASTISMOS – 

As respostas násticas não apresentam uma direção vetorial em relação ao estímulo. A direcionalidade das respostas násticas é determinada ou depende apenas dos tecidos. Movimentos Násticos associados ao crescimento diferencial: 

• Epinastia – É a curvatura para baixo de um órgão, comumente pecíolos e folhas, cujos ápices são inclinados para baixo. Não se trata de uma resposta à gravidade, porém, parece estar associada à distribuição diferencial de auxinas entre o lado superior e o inferior do pecíolo, o que produz o crescimento diferencial. Epinastia é uma resposta comum ao hormônio etileno ou concentrações elevadas de auxinas.

Movimentos Násticos associados às mudanças na turgescência das células: 

• Nictinásticos (do grego “nyctos” = noite + nastos = fechar) – São mais típicos de folhas que apresentam uma posição diferente na noite, em relação àquela observada durante o dia. Tipicamente, folhas e folíolos permanecem na posição horizontal, ou abertos, durante o dia e assumem uma posição mais vertical, ou fechada, durante a noite. Este movimentos nictnásticos dependem de mudanças reversíveis de turgescência nas células do pulvino. Estes movimentos nictinásticos parecem estar sob o controle do fitocromo. 

• Sismonásticos – Um limitado número de leguminosas que possuem pulvino e exibem movimento nictinástico, também exibem uma resposta a estímulos mecânicos. Este fenômeno é conhecido como Sismonastia. Visto que respostas sismonásticas respondem ao toque, elas são algumas vezes consideradas como respostas tigmonásticas (movimento em respostas ao toque, que envolve mudança de turgescência de células). No entanto, respostas sismonásticas respondem a uma variedade de estímulos incluindo, ventos, ferimentos, chuvas, calor intenso, etc. A resposta final, ou seja, o movimento da folha, envolve, também, mudanças na turgescência das células do pulvino. O melhor exemplo de resposta sismonástica é encontrado em um arbusto tropical, a espécie Mimosa pudica. A vantagem de tal mecanismo não é clara. Alguns têm sugerido que, visto que estas plantas crescem em ambientes áridos ou semi-áridos, onde constantemente são expostas a ventos secos, o enrolamento da folha pode significar uma redução nas perdas de água. Outros sugerem que este mecanismo seria uma proteção contra herbívoros ou insetos. Apesar destas incertezas, uma coisa é certa: a resposta é muito rápida. Quando o pulvino é estimulado diretamente (por exemplo, através de um toque), o movimento começa em menos de um segundo.

TROPISMOS – As respostas trópicas, ao contrário das respostas násticas, estão diretamente associadas a um estímulo, isto é, elas apresentam uma direção vetorial em relação ao estímulo. A resposta pode ocorrer na mesma direção, na direção oposta ou em ângulos específicos em relação ao estímulo. As respostas trópicas que apresentaremos a seguir parecem estar relacionadas com a redistribuição lateral de auxinas. 

TIGMOTROPISMO - Um tipo de tropismo é o Tigmotropismo, ou crescimento em resposta a um toque. O tigmotropismo permite o crescimento de raízes em torno de rochas e é também responsável pela habilidade da parte aérea de plantas trepadeiras para se desenvolver em torno de estruturas de suporte.

FOTOTROPISMO 

Fototropismo, ou crescimento em relação à luz, é expresso em toda a parte aérea e em algumas raízes. Ele assegura que as folhas poderão ser supridas com a luz do sol e, portanto, serão capazes de realizar a fotossíntese. De acordo com o clássico modelo Cholodny – Went para o fototropismo, os ápices de coleóptilos de gramíneas teriam três funções especializadas: 

• Produção de AIA livre; 

• Percepção do estímulo de luz unilateral. Uma Flavoproteína (FMN) parece ser o fotossensor do fototropismo (ela percebe a luz azul) – fototropina; 

• Transporte lateral de AIA em resposta ao estímulo fototrópico. Assim, em resposta ao estímulo direcional da luz, a auxina produzida no ápice, ao invés de ser transportada basipetalmente (do ápice para a base), é transportada lateralmente para o lado sombreado. Uma vez que a auxina alcança o lado sombreado, ela é transportada basipetalmente para a zona de alongamento, onde ela estimula o crescimento da célula. A aceleração do crescimento no lado sombreado e a diminuição do crescimento no lado iluminado conhecido como crescimento diferencial, produz a curvatura em direção à luz.

GRAVITROPISMO (Geotropismo)

Gravitropismo, crescimento em reposta à gravidade, capacita a raiz para crescer para dentro do solo e a parte aérea para crescer para cima, contra a ação da gravidade, sendo isto especialmente crítico durante os estádios iniciais de germinação e de desenvolvimento da plântula. Este alinhamento da planta é conhecido como Ortogravitrópico. A raiz primária que cresce para o centro da terra, exibe Gravitropismo Positivo. A parte aérea que cresce para cima, contra a ação da gravidade, exibe Gravitropismo Negativo. Alguns órgãos, tais como estolões, rizomas e alguns ramos laterais, os quais crescem formando um ângulo reto em relação à força da gravidade, são denominados de Diagravitrópicos. Órgãos orientados em ângulos intermediários (0 a 90 graus) em relação à força da gravidade são denominados Plagiogravitrópicos. Ramos e raízes laterais são geralmente Plagiogravitrópicos. 

OBS: Algumas raízes de plantas de mangue apresentam gravitropismo negativo. Estas raízes são conhecidas como pneumatóforos, as quais servem para trocas gasosas nestes ambientes alagados. Na parte aérea (gravitropismo negativo), a bainha amilífera (camada de células que circunda o tecido vascular de caules e ramos) parece perceber o estímulo da gravidade. Nas raízes (gravitropismo positivo), os sensores da gravidade são amiloplastos (compartimentos (negative orthogravitropic) (plagiogravitropic) (diagravitropic) celulares ricos em amido), que nesse caso são conhecidos como Estatólitos. Esses grandes amiloplastos (estatólitos) são localizados nos estatócitos, no cilindro central ou na coifa da raiz. Em uma raiz colocada na posição horizontal, os estatolitos sedimentam, por ação da gravidade, no lado inferior das células da coifa e dirigem o transporte polar de auxina para o lado inferior da coifa. A maioria da auxina na coifa é então transportada basipetalmente (do ápice da raiz para a base) no lado inferior da raiz. A alta concentração de auxinas no lado inferior da raiz inibe o crescimento neste lado, enquanto o decréscimo na concentração de auxina no lado superior estimula o crescimento neste lado. Como resultado desse crescimento diferencial, a raiz curva para baixo.

 c) Dominância apical

Na maioria das plantas superiores, o crescimento da gema apical inibe o crescimento das gemas axilares, um fenômeno conhecido como Dominância Apical. Há mais de 60 anos foi mostrado que o AIA poderia substituir a gema apical, mantendo a inibição do crescimento das gemas laterais. Este e outros resultados levaram à hipótese de que o crescimento das gemas laterais seria inibido pela auxina transportada basipetalmente desde a gema apical. No entanto, ao contrário do que se poderia esperar, a retirada do ápice e concomitante quebra da dominância apical foi acompanhada de aumento na concentração de auxinas nas gemas laterais. Este resultado indica que a dominância apical não seria um efeito direto da auxina na inibição do crescimento da gema lateral. Alguns resultados mostram que outros hormônios parecem estar envolvidos com a dominância apical. Por exemplo, boa correlação entre o nível de citocininas e o crescimento de gemas laterais tem sido verificada. A retirada do ápice aumenta o acúmulo de citocininas na gema axilar e aplicação de auxinas na região apical decapitada, reduz esse acúmulo. Assim, a auxina parece tornar o ápice da parte aérea um forte dreno para a citocinina proveniente das raízes, e isto poderia ser um fator envolvido na dominância apical. Além disso, remoção do ápice provoca redução nos níveis de ácido abscísico – ABA (um inibidor do crescimento da parte aérea) nas gema laterais. Assim, altos níveis de AIA na região apical da parte aérea podem atuar mantendo altos níveis de ABA nas gemas laterais, inibindo o crescimento de tais gemas e favorecendo a dominância apical. 

d) Formação de raízes laterais e adventícias

Embora o alongamento da raiz seja inibido por concentrações de auxinas maiores que 10-8 M, a iniciação de raízes laterais e adventícias é estimulada por altos níveis de auxinas. Com base em alguns estudos, os pesquisadores acreditam que o AIA é requerido para, pelo menos, duas etapas na formação de raízes laterais: AIA transportado no floema é requerido para iniciar a divisão celular nas células do câmbio vascular; Além disso, o AIA é requerido para promover a divisão celular e a manutenção da viabilidade celular nas raízes laterais em desenvolvimento. Do ponto de vista prático, soluções de auxinas podem ser utilizadas para induzir a formação de raízes adventícias em pedaços de caules e de folhas. 

e)Abscisão foliar 

A queda de folhas, flores e frutos de plantas vivas é conhecida como ABSCISÃO. A abscisão ocorre em uma região conhecida como ZONA DE ABSCISÃO, localizada próxima à base do pecíolo, pedicelo ou pedúnculo. O AIA é conhecido como retardante do processo de abscisão nos estágios iniciais e como promotor nos estágios finais. Os níveis de auxinas são altos nas folhas jovens, decrescem progressivamente com a maturação da folha e são relativamente baixos nas folhas senescentes. Durante os estágios iniciais de abscisão foliar, aplicação de AIA inibe a queda. No entanto, aplicação de auxinas nos estágios posteriores aceleram o processo de abscisão. Esta aceleração na abscisão parece estar associada à indução na biossíntese de etileno pelo AIA, sendo o etileno o agente ativo que promove a queda de folhas. 

f) Desenvolvimento de frutos

Várias evidências sugerem que a auxina está envolvida na regulação do desenvolvimento do fruto. A auxina é produzida no pólen, no endosperma e no embrião de sementes em desenvolvimento. Acredita-se que o estímulo inicial para o desenvolvimento do fruto resulta da polinização. Havendo sucesso na polinização, inicia-se o crescimento do óvulo, um processo conhecido como Estabelecimento do Fruto. Após a fertilização, o crescimento do fruto pode depender da auxina produzida nas sementes em desenvolvimento. Em algumas espécies, frutos sem sementes podem ser produzidos naturalmente ou pode-se induzir a produção desses frutos nessas espécies pelo tratamento de flores não polinizadas com auxinas. Esta produção de frutos sem sementes é conhecida como Partenocarpia. A Auxina parece induzir primariamente o estabelecimento do fruto. O desenvolvimento do fruto parece envolver, também, outros hormônios. Por exemplo, o etileno pode influenciar o desenvolvimento de muitos frutos e, alguns efeitos da auxina na frutificação podem ser mediados pela promoção da síntese de etileno. As auxinas também participam na regulação do desenvolvimento de gemas florais e, juntamente com as citocininas, induzem a diferenciação vascular. 

d) Usos comerciais de auxinas sintéticas 

As auxinas sintéticas têm sido usadas amplamente na agricultura e na horticultura há mais de 50 anos. As utilidades iniciais incluíam: enraizamento de pedaços de caules para propagação vegetativa de plantas; promoção do florescimento em abacaxi; prevenção da queda de flores e de frutos; indução da formação de frutos partenocárpicos; etc. Hoje, adicionalmente, auxinas são amplamente usadas como herbicidas (2,4 D , Dicamba). Em geral, as auxinas sintéticas são mais eficientes do que as auxinas naturais por que elas são metabolizadas pelas plantas em uma menor taxa do que as auxinas naturais. 

Mecanismo de Ação 

A despeito da diversidade dos efeitos das auxinas sobre o desenvolvimento da planta, os eventos primários parecem ser similares em todos os casos, percepção do sinal (formação do complexo auxina-receptor); transdução e amplificação do sinal (mensageiros secundários); e finalmente a resposta final. Estudos recentes têm mostrado que uma proteína ABP1 (auxin – binding protein) é uma forte candidata a ser o receptor para a auxina. Este receptor ABP1 tem sido encontrado primariamente no lúmen do retículo endoplasmático, porém, acredita-se que ele seja ativo na superfície celular. Isto é, ele seria sintetizado no retículo e depois transportado para a membrana plasmática, onde seria ativo. Estudos das vias de transdução e amplificação de sinais envolvidas na ação de auxinas na promoção da divisão celular têm implicado AMP cíclico como um possível intermediário na via de sinalização. Outros possíveis sinais intermediários envolvidos nas respostas dependentes de auxinas incluem o Ca2+ citosólico e o pH intracelular. Estas informações indicam que a ligação auxina-receptor (envolvida na percepção do sinal) altera as concentrações de AMP cíclico e de Ca2+ citosólico e o pH intracelular. Estes mensageiros secundários amplificam o sinal original, afetando a atividade de enzimas ou a própria expressão gênica. Acredita-se que as respostas às auxinas envolve tanto mudanças na atividade de proteínas (enzimas, canais de íons, etc.) como na expressão gênica. Por exemplo, o efluxo de H + induzidos por auxinas parece depender da direta ativação da H+ -ATPase e do aumento na síntese do mRNA que codifica esta proteína da membrana plasmática.

Referências:

FERRI, MG Fisiologia Vegetal. Volume I. São Paulo: EDUSP, 1979.
FERRI, MG Fisiologia Vegetal. Volume II. São Paulo: EDUSP, 1979.
TAIZ, L; ZEIGER, E. Fisiologia Vegetal. 3º edição. Porto Alegre: Artmed, 2003.
RAVEN, PH; EVERT, RF; EICHHORN, SE Biologia Vegetal. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan-, 6º ed. 2001.

Translocação de solutos pelo floema.

A evolução das plantas terrestres, a partir de plantas aquáticas, criou inicialmente uma série de novos problemas, muitos deles relacionados com a aquisição e retenção de água. 

Em resposta a essas pressões ambientais, as raízes das plantas evoluíram e passaram a fixar a planta e absorver água e nutrientes do solo. 

Já, as folhas, permitiram a absorção de luz e a realização das trocas gasosas. 

Com o aumento no tamanho das plantas, as raízes e as folhas se tornaram cada vez mais separadas umas das outras. 

Assim, sistemas para transporte à longa distância evoluíram, permitindo a eficiente troca de produtos de absorção e de assimilação entre as raízes e a parte aérea. 

O xilema é o tecido que transporta água e sais minerais das raízes para a parte aérea, enquanto o floema é o tecido que transloca os produtos da fotossíntese das folhas maduras para as áreas de crescimento e de estoque (como raízes, frutos, folhas jovens, etc.). O floema também redistribui água e vários compostos orgânicos na planta. Alguns destes compostos chegam na folha madura via xilema e podem ser redistribuídos para as demais regiões da planta sem sofrer qualquer modificação metabólica. 

No xilema também são encontrados solutos orgânicos, como os produtos da assimilação do nitrogênio (os aminoácidos, glutamina e asparagina, e os ureídeos, ácido alantóico, alantoína e citrulina), dentre outros. Nesta unidade, no entanto, estudaremos apenas a estrutura do floema e suas funções na translocação e distribuição de fotoassimilados.

Vias de translocação

O floema é encontrado geralmente no lado externo de tecidos vasculares primários e secundários. Nas plantas com crescimento secundário, o floema constitui a casca interna. A remoção desta casca em ramos de árvores (o conhecido anelamento) provoca o acúmulo de materiais translocados das folhas na região acima do corte (As células do floema que translocam açúcares e outras substâncias orgânicas e inorgânicas são conhecidas como “elementos crivados”. Este termo é geral e inclui os altamente diferenciados elementos de tubo crivado, típicos das Angiospermas, e as células crivadas, características das Gimnospermas. Em adição, o tecido do floema contém células companheiras, outras células de parênquima, fibras, esclereídeos e laticíferos. No entanto, somente os elementos crivados atuam diretamente no processo de translocação. Os elementos crivados são tipos raros de células vivas, dentre as encontradas nas plantas. Por exemplo, os elementos crivados perdem seu núcleo e tonoplasto durante o desenvolvimento. Além disso, microfilamentos, microtúbulos, complexo golgiense e ribossomos também estão ausentes nestas células maduras. Estas células mantêm a membrana plasmática e algumas organelas em menor número (mitocôndrias, plastídios, retículo endoplasmático). A parede celular não é lignificada, embora possa apresentar um espessamento em alguns casos. Desta forma, os elementos crivados são diferentes dos elementos traqueais do xilema, os quais são mortos na maturidade, não possuem membrana plasmática e apresentam parede celular secundária, lignificada. Estas diferenças estão relacionadas com o mecanismo de transporte à longa distância utilizado. Lembre-se que o xilema está quase sempre submetido a uma forte tensão, o que requer que suas paredes sejam rígidas. 

Os elementos crivados são caracterizados pelas áreas crivadas, porções da parede celular onde poros interconectam as células condutoras. Os poros variam de menos que 1,0 até cerca de 15,0 micrômetros (µm) de diâmetro. As áreas crivadas dos elementos de tubo crivado (Angiospermas) são mais especializadas do que as observadas nas células crivadas (Gimnospermas). Algumas das áreas crivadas dos elementos de tubo crivado são diferenciadas em placas crivadas, as quais possuem poros de maior diâmetro, não possuem membranas e são geralmente encontradas na parede final do elemento de tubo, onde as células individuais se juntam para formar uma séria longitudinal conhecida como tubo crivado. Os elementos de tubo crivado possuem mecanismos que, sob determinadas condições, permitem a obstrução dos poros nas placas crivadas, evitando a perda da seiva pela planta. Isto ocorre, geralmente, em casos de estresse mecânico (injúria) e também quando a planta é submetida a algum tipo de estresse fisiológico. Um destes mecanismos consiste no acúmulo da proteína do floema, o qual ocorre em todas as dicotiledôneas e muitas monocotiledôneas, mas é ausente nas Gimnospermas. Estas proteínas do floema parecem ser sintetizadas nas células companheiras e transportadas para o citosol do elemento de tubo, onde elas se associam para formar os filamentos ou corpos das proteínas do floema (P-proteína). Quando a planta sofre um dano, o conteúdo é despejado no poro, obstruindo-o e evitando a perda da seiva. Um outro mecanismo que parece ocorrer mais em longo prazo, e que também contribui para a obstrução dos poros das placas crivadas, é a produção e acúmulo do polissacarídeo calose. A calose é uma β-1,3-glucana que é sintetizada vetorialmente na membrana plasmática do elemento de tubo crivado, pela enzima sintase da calose, sendo o substrato suprido no lado citosólico e o produto sendo depositado na superfície da parede celular. Quando o elemento crivado recupera-se do dano, a calose desaparece dos poros. Cada elemento de tubo crivado é associado com uma ou mais células companheiras, sendo que estes dois tipos de células se originam a partir da divisão de uma mesma célula mãe. As numerosas conexões intercelulares (Plasmodesma), entre os elementos de tubo crivado e as células companheiras, sugerem um estreito relacionamento funcional entre estas células. A célula companheira pode ajudar em funções metabólicas críticas que o elemento de tubo crivado perdeu, total ou parcialmente, durante o processo de diferenciação. Dentre estas, poderíamos destacar a síntese de proteínas e o suprimento de energia na forma de ATP (as células companheiras apresentam inúmeras mitocôndrias). As células companheiras podem contribuir, também, para o transporte de fotoassimilados das células maduras para os elementos de tubo crivado nas nervuras secundárias da folha. Nas gimnospermas, células albuminosas, que não se originam da mesma célula mãe da célula crivada, parecem executar as funções das células companheiras. Em algumas espécies de dicotiledôneas herbáceas, as células companheiras, apresentam numerosas invaginações da parede celular, as quais ampliam a área superficial da membrana. Estas células são conhecidas como células de transferência, e podem aumentar o potencial de transferência de fotoassimilados produzidos nas células do mesofilo para os elementos de tubo crivado. 

Padrões de translocação: Da Fonte para o Dreno

Os materiais no floema não são translocados exclusivamente em uma direção e o processo de translocação também não é definido pela gravidade. Na realidade, os materiais são translocados de áreas de suprimento, conhecidas como fontes, para áreas de consumo (metabolismo) ou estoque, conhecidas como drenos. As fontes incluem alguns órgãos, tipicamente folhas maduras, que são capazes de produzir fotoassimilados além da suas próprias necessidades. Também podem ser consideradas fontes, órgãos de armazenamento durante a fase de exportação. Este é o caso das sementes durante o processo de germinação, em que as substâncias acumuladas no endosperma ou cotilédones são metabolizadas e translocadas para o eixo embrionário em crescimento. Alguns órgãos subterrâneos, como tubérculos, bulbos, rizomas e raízes tuberosas, apresentam comportamento semelhante aos das sementes, e podem ser consideradas fontes durante a fase de exportação. Os drenos incluem órgãos não fotossintéticos da planta e aqueles que produzem uma quantidade de fotoassimilado insuficiente para o seu crescimento ou necessidade de estoque. Raízes, órgãos de armazenamento, frutos em desenvolvimento e folhas imaturas, os quais importam carboidratos para o seu desenvolvimento normal, são exemplos de tecidos drenos. Em geral, folhas jovens se comportam como dreno. Em seguida ela passa por uma fase de transição e posteriormente ela passa a comportar-se como fonte. No caso de dicotiledôneas tem sido observado que a folha começa seu desenvolvimento como dreno. Quando ela atinge em torno de 25% da sua expansão ela entra numa fase de transição dreno/fonte. Finalmente, quando ela atinge de 40 a 50% da sua expansão, termina a fase de transição e a folha se torna uma fonte de fotoassimilados.

 OBS: As folhas, independente de sua idade, sempre produzem fotoassimilados. A distribuição mostrada acima está associada à diferença entre a produção e o consumo. Ela é dreno quando consome mais que produz e fonte quando produz mais que consome. Nem todos os drenos são igualmente supridos por todas as folhas fontes da planta. Na realidade, certas fontes suprem preferencialmente alguns drenos específicos. No caso de plantas herbáceas, como a soja, as seguintes generalizações podem ser feitas. 

• Proximidade → É um fator importante. Por exemplo, folhas maduras da parte superior transportam fotoassimilados para a região de crescimento da parte aérea e folhas imaturas, enquanto as folhas maduras da parte inferior suprem predominantemente o sistema radicular. No entanto, isto pode ser flexível, ou seja, remoção das folhas maduras da parte inferior força a translocação de assimilados para as raízes a partir das folhas maduras da parte superior. 

• Conexão vascular → No caso de translocação entre folhas, a existência de conexão vascular parece ser importante. 

• Desenvolvimento da Planta → Durante a fase de crescimento vegetativo da planta as raízes e ápices da parte aérea são os principais drenos. Na fase reprodutiva os frutos tornam-se os drenos dominantes. 

Materiais translocados no floema

A água é quantitativamente a substância transportada em maior abundância no floema. Dissolvidos na água encontram-se os solutos a serem translocados, os quais consistem principalmente de carboidratos. Além dos carboidratos, são encontrados, também, ácidos orgânicos e aminoácidos, especialmente glutamato e aspartato e suas amidas, glutamina e asparagina. Os níveis de aminoácidos e ácidos orgânicos são variáveis e, em geral, bem menores que os de carboidratos.

Quase todos os hormônios de plantas (auxinas, citocininas, giberelinas e ácido abscísico) têm sido encontrados no floema. Também tem sido observada a presença de nucleotídios fosfatos e de proteínas. Entre os solutos inorgânicos, K+ , Mg2+, HPO4 2- e Cl- são móveis no floema. Em contraste, nitrogênio na forma de NO3 - , Ca2+, SO4 2- e Fe2+ são quase completamente excluídos do floema. Na seiva do floema encontram-se, também, substâncias químicas “xenobióticas”, ou seja, moléculas ativas que são estranhas ao organismo (herbicidas, inseticidas, fungicidas, reguladores de crescimento, dentre outras). 

A taxa de absorção e de translocação dessas substâncias determina a sua efetividade. 

Um exemplo é o herbicida glifosato, que age inibindo a síntese de aminoácidos aromáticos e, consequentemente, a formação de proteínas e do precursor das auxinas (o aminoácido aromático triptofano). Este herbicida é altamente móvel no floema e, quando aplicado às folhas, transloca-se para as regiões meristemáticas e inibe o desenvolvimento da planta. Todos os carboidratos translocados via floema encontram-se na forma não redutora (principalmente como sacarose), o que se deve ao fato que nesta forma eles são menos reativos do que os carboidratos redutores (glucose, frutose, dentre outros). 

A sacarose é o principal carboidrato translocado na planta e, muitos outros açúcares móveis contêm sacarose ligada a uma ou mais moléculas de galactose: 

Rafinose → 1 sacarose + 1 galactose 

Estaquiose → 1 sacarose + 2 galactoses 

Verbascose → 1 sacarose + 3 galactoses 

O nitrogênio é um nutriente cujo transporte no floema depende da forma química. Ele pode ser transportado nas formas orgânica e inorgânica. No floema ele é transportado na forma orgânica, principalmente na forma de aminoácidos (glutamato, aspartato, glutamina e asparagina). Os níveis de compostos nitrogenados no floema são bastante elevados durante a senescência da folha. Esta exportação pode ser destinada a órgãos de armazenamento, como tubérculos de plantas que entram em dormência, ou para sementes, como ocorre em plantas de trigo. 

Outros solutos tais como os íons minerais móveis no floema, são redistribuídos a partir de folhas senescentes, de maneira similar ao nitrogênio orgânico. É importante relembrar que o nitrogênio na forma inorgânica (NO3 - ) não é transportado via floema. O NO3 - e algumas formas orgânicas de nitrogênio (amidas e ureídeos) são transportadas das raízes para as folhas, via xilema. Na parte aérea, o NO3 - é assimilado e os compostos orgânicos formados podem ser translocados via floema. 

Carregamento do floema: Transporte de açúcares do cloroplasto para o elemento de tubo crivado

Na primeira etapa, as trioses-fosfato formadas na fotossíntese durante o dia devem, primeiramente, ser transportadas do cloroplasto para o citosol, onde são convertidos para sacarose. Durante a noite, o carbono do amido estocado nos cloroplastos, o qual é liberado como glicose, pode também ser convertido para sacarose. 

Na segunda etapa, sacarose move-se das células do mesofilo para as células vizinhas do elemento crivado. Este transporte, referido como transporte à curta distância, pode ocorrer totalmente pelo simplasto, via plasmodesmas, ou pode ocorrer parte via simplasto e parte via apoplasto. O modo de carregamento, via simplasto ou apoplasto, depende da espécie vegetal. 

Na terceira etapa, os açúcares são transportados para dentro dos elementos de tubo crivado e células companheiras, onde eles se tornam mais concentrados do que no mesofilo. Esta absorção pode ocorrer via plasmodesma (simplasto) ou, no caso da via apoplástica, através de um simporte sacarose-H+ na membrana plasmática. 

Uma vez no floema, sacarose e outros solutos são translocados da fonte, um processo conhecido como exportação. A translocação através do sistema vascular, da fonte para o dreno, é referida como transporte à longa distância. Muitas outras substâncias, tais como, ácidos orgânicos e hormônios vegetais, são encontradas na seiva do floema em concentrações bem inferiores às dos carboidratos. Estas substâncias devem ser absorvidas diretamente pelos elementos crivados e células companheiras, via difusão pelo simplasto ou por transporte passivo através da membrana. 

Descarregamento do floema - transporte de substâncias do elemento de tubo crivado para o órgão dreno 

Em muitas maneiras, os eventos que ocorrem no tecido dreno são simplesmente o inverso das etapas na fonte. 

O transporte de uma substância para dentro de órgãos drenos (como raízes, tubérculos e frutos), é conhecido como importação. 

a) Descarregamento do elemento crivado: Este é o processo pelo qual os açúcares importados deixam os elementos crivados do órgão dreno. Este descarregamento pode ocorrer através do simplasto, via plasmodesmata, ou a substância pode entrar no apoplasto em algum ponto e seguir este caminho até o local de armazenamento e, ou utilização. A forma de descarregamento, via simplasto ou apoplasto, depende do órgão dreno e da espécie vegetal. 

b) Transporte à curta distância: Quando o descarregamento ocorre via simplasto, os carboidratos movem-se através dos plasmodesmas até as células receptoras. Uma vez nas células do dreno, a sacarose pode ser metabolizada no citosol ou armazenada no vacúolo. Quando o descarregamento é apoplástico, no entanto, existe uma oportunidade adicional para que ocorra mudança metabólica. A sacarose, por exemplo, pode ser convertida para glicose e frutose no apoplasto, em uma reação catalisada pela enzima invertase. Neste caso, os monossacarídeos poderiam entrar na célula dreno através de transportadores específicos. c) Metabolismo ou Armazenamento Uma vez dentro da célula dreno, os solutos podem ser metabolizados ou armazenados. O metabolismo pode incluir produção de energia (respiração) ou fornecimento de esqueletos de carbono (também está associado à respiração) para vias metabólicas associadas com o crescimento do tecido. O armazenamento ocorre principalmente em sementes, frutos e muitos órgãos subterrâneos. O soluto pode ser armazenado como tal ou pode ser convertido para outra forma de armazenamento. Por exemplo, em muitos tecidos (raízes tuberosas, tubérculos, etc.) a sacarose pode ser convertida para amido, o qual é armazenado nos amiloplastos. 

Translocação no floema:

Os modelos nos quais a força determinante da translocação depende somente das atividades na fonte e no dreno, incluem as hipóteses da DIFUSÃO (gradiente de concentração) e do FLUXO EM MASSA (gradiente de pressão). 

A difusão, via gradiente de concentração, é muito lenta é não parece explicar a velocidade de translocação de solutos no floema. A velocidade de translocação é, em média, 1,0 m por hora, ou seja, é muito baixa. O modelo baseado no gradiente de pressão (FLUXO EM MASSA OU FLUXO DE PRESSÃO) é amplamente aceito como o mecanismo mais provável para explicar a translocação de solutos no floema. Proposto primeiramente por Münch (1930), o modelo estabelece que o fluxo de solução nos elementos crivados é impulsionado por um gradiente de pressão, osmoticamente gerado, entre a fonte e o dreno. O gradiente de pressão é estabelecido como consequência do carregamento do floema na fonte e do descarregamento do floema no dreno. 

O carregamento do floema (entrada de solutos no floema próximo ao tecido fonte), que ocorre com gasto de energia ou não, produz uma queda no potencial osmótico (Ψs) e, consequentemente, no potencial hídrico do elemento de tubo crivado. Isto gera um gradiente de potencial hídrico (Ψw), entre as células do mesofilo e os elementos de tubo crivado, que favorece a entrada de água nos elementos crivados. A entrada de água provoca um aumento no potencial de pressão (Ψp) no elemento de tubo crivado no tecido fonte. Na região final do tubo crivado, ou seja, no dreno, o descarregamento do floema (saída de solutos) provoca um aumento no potencial osmótico (Ψs) e, consequentemente, no potencial hídrico (Ψw) dentro do floema. Como o Ψw do floema torna-se maior do que no 150 xilema, a água tende a deixar o floema em resposta a este gradiente de Ψw , causando um decréscimo no potencial de pressão Ψp no elemento crivado do dreno. Como se vê, ocorre um aumento no Ψp nos elementos de tubo crivado do tecido fonte e uma redução no Ψp nos elementos de tubo crivado do tecido dreno. Assim, o movimento da solução na translocação à longa distância é impulsionado pelo gradiente de pressão e não pelo gradiente de potencial hídrico. Trata-se de um fluxo passivo (fluxo em massa) que, entretanto, depende dos transportes ativos à curta distância, envolvidos no carregamento e descarregamento do floema. 

Alocação e partição de fotoassimilados

a) Alocação:

A taxa fotossintética determina o montante total de carbono disponível para a folha. No entanto, o montante do carbono fixado disponível para translocação depende de subsequentes eventos metabólicos. A regulação do destino do carbono fixada pela fotossíntese nas diferentes vias metabólicas é denominada alocação. A alocação do carbono fixado na fonte pode envolver armazenamento, utilização e transporte. O amido é sintetizado e armazenado dentro dos cloroplastos e, na maioria das espécies, é a forma primária de armazenamento que é degradada durante a noite, podendo os produtos dessa degradação ser translocados via floema. Em alguns grãos de gramíneas, os principais carboidratos de reserva são as frutanas. Já em cevada se observa acúmulo de sacarose que é translocada durante a noite. Parte do carbono fixado pode ser utilizada para satisfazer as necessidades energéticas ou providenciar os esqueletos de carbono requeridos pela célula fonte. A outra parte do carbono fixado pode ser incorporada em solutos de transporte para serem exportados para os vários tecidos drenos. A quantidade de sacarose disponível para exportação durante o dia depende da taxa de fotossíntese na folha fonte e é influenciada por várias reações bioquímicas e eventos mediados por carreadores. Pontos de controle incluem: 

• Alocação da triose-fosfato para (1) regeneração de intermediários do ciclo de Calvin, (2) síntese de amido, (3) síntese de sacarose. 

• Distribuição da sacarose para o transporte via floema ou para ser armazenada temporariamente, nos vacúolos. Dentre os pontos de controle, um dos mais importantes na alocação é a coordenação das sínteses de amido e sacarose. Como a sacarose é sintetizada no citosol, a triose-fosfato formada pela fotossíntese deve deixar o cloroplasto. Ao mesmo tempo, síntese de ATP no cloroplasto requer o suprimento de fosfato inorgânico do citosol. Um carreador localizado na membrana interna do cloroplasto, conhecido como translocador de fosfato, realiza a troca da triose-fosfato do cloroplasto pelo fosfato do citosol. Assim, um aumento de fosfato no citosol pode aumentar a translocação de triose-fosfato e, consequentemente, aumentar a síntese de sacarose. 

Os eventos regulatórios ocorrem na seguinte seqüência:

• Síntese de sacarose no citosol provoca a liberação de fosfato no citosol; 

• Fosfato entra no cloroplasto e, ao mesmo tempo, uma molécula de triose-fosfato deixa o cloroplasto e vai para o citosol. Como mencionamos anteriormente, uma proteína de membrana, ou seja, o translocador de fosfato, é que promove tal troca;

• Este processo de troca resulta no aumento da síntese de sacarose e redução na síntese de amido. 

Assim, sínteses de amido e de sacarose competem pelas trioses-fosfato (gliceraldeído-3- fosfato) produzidas na fotossíntese. Quando a demanda por sacarose em outras partes da planta é alta, menos carbono é estocado como amido nas folhas fonte e mais sacarose é translocada via floema. 

A alocação é também importante nos drenos. Após o descarregamento, os açúcares podem permanecer como tal ou podem ser transformados em outros compostos. 

Em drenos de armazenamento, o carbono transportado pode ser acumulado como sacarose ou hexoses nos vacúolos ou como amido nos amiloplastos. A sacarose pode ser convertida, também, para outras formas de estoque, como proteínas e lipídios (nestes casos, os açúcares entram no processo de respiração e produzem esqueletos de carbono para a síntese de aminoácidos e ácidos graxos, os quais vão produzir proteínas e lipídios, respectivamente). Nos tecidos em crescimento, de maneira similar, os solutos podem ser utilizados para respiração e para a síntese de outras moléculas requeridas para o crescimento. 

b) Partição:

Os feixes vasculares na planta formam um sistema que pode dirigir o fluxo de fotoassimilados para vários drenos: folhas jovens, caules, raízes, frutos, sementes, etc. Quanto maior a capacidade de um dreno para estocar ou metabolizar o açúcar importado, maior é a sua chance de competir por assimilados que estão sendo exportados pela fonte. Tal competição determina a distribuição de substâncias de transporte entre os vários tecidos drenos da planta. Esta distribuição diferencial de fotoassimilados dentro da planta é denominada partição. Vários estudos sobre translocação de solutos indicam que a capacidade do dreno para mobilizar assimilado para ele próprio, ou seja, a força do dreno, depende de dois fatores: o tamanho do dreno e a atividade do dreno. 

Força do dreno = tamanho x atividade 

A atividade do dreno é a taxa de absorção de assimilados por unidade de peso do tecido dreno; o tamanho é o peso total do dreno. É claro que eventos na fonte e no dreno devem ser sincronizados. A partição determina o padrão de crescimento e deve haver um balaço entre o crescimento da parte aérea (responsável pela produtividade fotossintética) e o da raiz (responsável pela absorção de água e nutrientes minerais). Por exemplo, plantas que crescem sob deficiência hídrica ou mineral apresentam, em geral, menor relação parte aérea/raízes do que plantas crescendo sob condições normais para o crescimento. Neste caso, maior proporção de fotoassimilados é translocada para o sistema radicular, favorecendo o seu crescimento, o que é importante para a planta se adaptar à deficiência hídrica. As alterações na distribuição de fotoassimilados sugerem a existência de um nível de controle adicional entre as áreas de suprimento (fontes) e de demanda (drenos). A pressão de turgescência nos elementos crivados, por exemplo, poderia ser um importante meio de comunicação entre fontes e drenos, agindo para coordenar taxas de carregamento e de descarregamento do floema. Além disso, mensageiros químicos são também importantes como sinais entre órgãos. Tais mensageiros químicos incluem os fitohormônios (ácido abscísico, citocininas, etc.) e nutrientes (tais como sacarose, K+ e PO4 2-). Existe uma série de estudos sobre alocação e partição de fotoassimilados, com o objetivo de melhorar o rendimento das plantas cultivadas. Significativos ganhos de rendimento têm sido obtidos mediante o aumento no índice de colheita, a relação entre a produção de grãos (por exemplo) e a produção de biomassa total da parte aérea. O entendimento da partição de nutrientes pode favorecer a seleção e melhoramento de variedades com maiores taxas de exportação de fotoassimilados e outros solutos através do floema para porções úteis (frutos, sementes, tubérculos, raízes tuberosas, etc.) da planta.

Referências:

FERRI, MG Fisiologia Vegetal. Volume I. São Paulo: EDUSP, 1979.
FERRI, MG Fisiologia Vegetal. Volume II. São Paulo: EDUSP, 1979.
TAIZ, L; ZEIGER, E. Fisiologia Vegetal. 3º edição. Porto Alegre: Artmed, 2003.
RAVEN, PH; EVERT, RF; EICHHORN, SE Biologia Vegetal. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan-, 6º ed. 2001.
http://www.fisiologiavegetal.ufc.br/APOSTILA/TRANSLOCACAO_DE_SOLUTOS.pdf

Variações no metabolismo fotossintético.

I – O Ciclo C4 - SEPARAÇÃO ESPACIAL

As folhas de plantas conhecidas como C4 possuem dois tipos distintos de células contendo cloroplastos: o mesofilo e a bainha do feixe vascular, as quais estão conectadas por extensa rede de plasmodesmas. As células da bainha do feixe apresentam uma anatomia diferenciada, em forma de coroa, conhecida como anatomia kranz. O ciclo C4 consiste de seis etapas:

1. Na primeira etapa ocorre a fixação de CO2 (como HCO3 - ) pela enzima carboxilase do fosfoenolpiruvato (PEP-carboxilase) no citosol das células do mesofilo, formando oxaloacetato. Este ácido orgânico é convertido para malato ou aspartato, dependendo da espécie, nos cloroplastos das células do mesofilo. 

OBS: Estes ácidos de quatro carbonos são os primeiros intermediários estáveis da fotossíntese destas plantas, daí o nome C4. Nas plantas que possuem apenas o ciclo de Calvin, o primeiro intermediário estável é o 3-fosfoglicerato, de três carbonos, sendo estas plantas referidas como C3. 

2. Na segunda etapa, os ácidos de quatro carbonos são transportados das células do mesofilo para as células da bainha do feixe vascular, via plasmodesmas. Algumas plantas C4 transportam malato enquanto outras transportam aspartato. 

3. Estes ácidos de quatro átomos de carbono são então descaboxilados nas células da bainha do feixe vascular, liberando CO2 e produzindo piruvato ou alanina. 

4. O CO2 é então fixado pela Rubisco em nova carboxilação, que nestas plantas é encontrada somente nas células da bainha do feixe. OBS: As demais reações do Ciclo de Calvin ocorrem normalmente nestas plantas, concluindo o processo de fixação de CO2. 

5. Finalmente, ocorre o transporte do composto de três carbonos, piruvato ou alanina, de volta para o mesofilo.

6. No mesofilo irá ocorrer a regeneração do fosfoenolpiruvato (PEP) com gasto de duas moléculas de ATP. Esta última reação é catalisada pela enzima diquinase do piruvato ortofosfato.

Algumas vantagens do mecanismos C4: 

• A enzima fosfoenolpiruvato carboxilase utiliza como substrato o HCO3 - que não compete com O2, ou seja, a fotorrespiração é suprimida no mesofilo; • A enzima PEP carboxilase tem elevada afinidade pelo substrato (HCO3 - , 5µM), o que a permite atuar mesmo em muito baixas concentrações do substrato; 

• A grande afinidade da enzima pelo substrato permite que as plantas C4 fotossintetizem com pequena abertura estomática e, consequentemente, com baixa perda de água; 

• Uma consequência do exposto acima é que as plantas C4 habitam ambientes com altas temperaturas e climas semi-áridos (quentes e secos); 

• A rubisco é encontrada apenas nas células da bainha vascular. Estas plantas, portanto, gastam menos nitrogênio do que as plantas C3. 

Existe alguma desvantagem? 

Mecanismo de regeneração do PEP consome dois ATP. Assim, as C4 gastam 5 ATP para cada CO2 fixado; As plantas C3 gastam apenas 3 ATP por CO2 fixado.

Apesar deste maior consumo de ATP, o mecanismo C4 é bastante eficiente para as condições de clima tropical, pois praticamente anula a fotorrespiração. Nestas condições as espécies C4 apresentam taxas de fotossíntese líquida bem superiores às de espécies C3. 

II – Plantas CAM (Metabolismo Ácido das Crassuláceas) - SEPARAÇÃO TEMPORAL

Nestas plantas o CO2, na forma de HCO3 - , é capturado pela carboxilase do PEP no citosol, a qual combina o HCO3 - com o fosfoenolpiruvato, produzindo oxaloacetato. O que diferencia estas plantas das demais é que este processo de fixação de CO2 ocorre durante a noite. 

O oxaloacetato formado é então convertido para malato, o qual se acumula nos vacúolos. Este acúmulo de ácidos orgânicos durante a noite explica o nome CAM – metabolismo ácido das crassuláceas, comum nas cactáceas, bromeliáceas, orquidáceas, euforbiáceas e crassuláceas. Durante o dia, o malato estocado é transportado para os cloroplastos e descarboxilado, liberando CO2 que é reduzido pelo ciclo de Calvin. Estas plantas são típicas de ambientes áridos. Elas abrem os estômatos durante a noite e fecham durante o dia, prevenindo as perdas de água. 

OBS: Algumas plantas podem alterar o metabolismo fotossintético, passando de CAM para C3 e vice versa. O modo CAM predomina sob condições de aridez. Quando as plantas estão bem supridas com água elas podem passar para C3 (CAM facultativas). Muitas plantas, no entanto, são CAM obrigatórias.

Esquema representativo do Metabolismo Ácido das Crassuláceas (MAC).

Fisiologia Comparada de Plantas C3, C4 e CAM 

As adaptações nas C4 permitem que elas fotossintetizem em altas taxas, mesmo em altas temperaturas (o mecanismo de concentração de CO2 praticamente elimina a fotorrespiração). 

Estas plantas conseguem altas produtividades nas condições tropicais. 

As adaptações fisiológicas das plantas CAM permitem a sua sobrevivência em condições de climas áridos e semi-áridos. 

Já as características das plantas C3 permitem que elas sejam mais eficientes em condições de climas temperados (note que estas plantas consomem menos ATP por molécula de CO2 fixado). 

A redução na produtividade das plantas C3 deve-se ao aumento da fotorrespiração com o aumento da temperatura.

Quadro comparativo da fisiologia de plantas C3, C4 e MAC.

CICLO FOTOSSINTÉTICO OXIDATIVO C2 DO CARBONO (FOTORRESPIRAÇÃO):

A rubisco é capaz de catalisar tanto a carboxilação (funcionando como carboxilase) como a oxigenação (funcionando como oxigenase, ou seja, fixando o O2) da RuBP. 

Assim, o CO2 e o O2 competem pelo mesmo sítio ativo, quer dizer, pelo mesmo substrato.

A oxigenação é a reação primária da fotorrespiração, processo oposto à fotossíntese. 

Resulta na perda de CO2 das células que estejam simultaneamente fixando CO2 pelo Ciclo de Calvin. 

É a respiração na presença da luz (semelhante à respiração mitocondrial, que consome O2 e libera CO2). 

Porém, é diferente da respiração, porque cessa no escuro. 

Não ocorre em todas as plantas. Aparece nas C3, nas C4 não é visível.

Há interação de 3 organelas, os cloroplastos, as mitocôndrias e os peroxissomos. 

• Função biológica: recupera parte do carbono originalmente perdido no Ciclo de Calvin. 

•Importante em condições de alta intensidade de luz e baixa concentração de CO2.

Esquema de recuperação de carbonos (fotorrespiração)

Por que a existência da fotorrespiração??? 

• A química da reação de carboxilação poderia requerer um intermediário (substrato) com capacidade para reagir com CO2 ou O2. Isto não teria sido problema no início da evolução do processo de fotossíntese, visto que naquele tempo a razão [CO2]/[O2] era muito maior do que a observada nos dias de hoje. 
• A fotorrespiração poderia contribuir para a dissipação de ATP e poder redutor e evitar danos sobre o aparelho fotossintético (foto-oxidação e fotoinibição) sob condições de excesso de energia (por exemplo, alta intensidade de luz e baixa concentração interna de CO2, como ocorre em plantas expostas a estresse hídrico – estômatos fechados).
• Algumas plantas têm desenvolvido mecanismos de concentração de CO2, os quais contribuem para reduzir a fotorrespiração (é o caso das plantas C4) ou para permitir a sobrevivência das plantas em condições áridas e semi-áridas (é o caso das plantas CAM). Estes mecanismos envolvem adaptações morfológicas e fisiológicas bastante interessantes.

Referências:

FERRI, MG Fisiologia Vegetal. Volume I. São Paulo: EDUSP, 1979.
FERRI, MG Fisiologia Vegetal. Volume II. São Paulo: EDUSP, 1979.
TAIZ, L; ZEIGER, E. Fisiologia Vegetal. 3º edição. Porto Alegre: Artmed, 2003.
RAVEN, PH; EVERT, RF; EICHHORN, SE Biologia Vegetal. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan-, 6º ed. 2001.